USO DEL BIFONAZOL AL 1% SHAMPOO EN TRATAMIENTOS DE MALASSEZIA PACHYDERMATIS EN CANINOS.

USO DEL BIFONAZOL AL 1% SHAMPOO EN TRATAMIENTOS DE MALASSEZIA PACHYDERMATIS EN CANINOS.


Autores:
Dra. Maria Jose Neira D. M.V
Dr. Claudio Simón C. MVDiplomado Medicina Pequeños animales Universidad De ChilePasantía en Dermatología Universidad de Sao Paulo Brasil.Clínica Veterinaria Full Animals.clausimon@fullanimals.clSantiago Chile, 2007


Resumen
El objetivo del presente estudio fue determinar la acción y efectividad del tratamiento con Bifonazol 1% shampoo sobre Malassezia pachydermatis. El diagnostico de esta levadura se realizó utilizando la técnica citológica con cinta adhesiva doble fas. Este método es el más eficaz en relación a la cuantificación e identificación de Malasasezia pachydermatis.

Una vez diagnosticada la dermatitis por Malassezia se inició el tratamiento con bifonazol por un período de 15 días realizando baños alternados cada 3 días.

Según los resultados obtenidos en este estudio podemos concluir que la terapia tópica con Bifonazol 1% shampoo tuvo una efectividad total cercana al 84% en el total de los pacientes evaluados, basados en la disminución de la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo.

Summary
The objective of the present study was to determine the action and effectiveness of the treatment with Bifonazol 1% shampoo on Malassezia pachydermatis. I diagnose of this yeats am made using the cytological technique with sticky tape double fas (using piecesof tape clear cellophane). This method is but effective in relation to the quantification and the identification of Malasasezia pachydermatis. Once diagnosed the dermatitis by Malassezia the treatment with bifonazol by a period of of 15 days making alternate baths begins every 3 days.

Once diagnosed the dermatitis by Malassezia we started the treatment with bifonazol by a period of 15 days making alternate baths begins every 3 days.

According to the results obtained in this study we can conclude that the topical therapy with Bifonazol 1% shampoo had a total effectiveness near 84% in the total of the evaluated patients, based on the diminution of the amount average of Malassezia pachydermatis by field.


INTRODUCCIÓN

La piel tiene gran importancia lo que ha provocado que diversos autores la denominen como el espejo de la salud. Esto porque la piel puede alterarse por diversas patologías, entregando al clínico importantes elementos para juzgar el estado de salud de su paciente.

Las patologías dermatológicas en los animales tienen una alta frecuencia en relación al total de consultas en clínicas veterinarias, por esto es importante realizar una exploración eficiente de este órgano. Este puede ver alterada su estructura por enfermedades cuyas lesiones fundamentales, primarias o secundarias, tienen su asiento en la piel. Dentro de estas patologías se encuentran aquellas de origen bacteriano, parasitario, viral y principalmente las de origen fúngico como son las dermatitis por levaduras (Muse, 2001).

Una de las levaduras que pueden ser aisladas frecuentemente en caninos como componente de la flora cutánea normal es la Malassezia pachydermatis, la cual debido a la alteración de diversos factores pueden desencadenar patologías dérmicas.

En base a lo anterior el presente trabajo tiene por objeto determinar la eficacia de un nuevo procedimiento en base a Bifonazol 1% shampoo para el control de la presencia patológica de Malassezia pachydermatis.


1.1. Objetivo general

Evaluar la acción antimicótica del Bifonazol al 1% ante la persistencia patológica de Malassezia pachydermatis en caninos


1.2. Objetivos específicos

· Observar y diagnosticar en forma microscópica la presencia de Malassezia pachydermatis en el estrato corneo de la piel mediante examen citológico por impronta cutánea utilizando Cinta Adhesiva Doble Fas.

· Cuantificar e identificar microscópicamente la persistencia de Malassezia pachydermatis posterior al tratamiento con Bifonazol 1% shampoo.






2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

2.1. Características generales de la piel

La piel es el órgano más grande del organismo y, dependiendo de la especie y de la edad, puede representar entre un 12 a un 24% del peso corporal de un animal y su pH fluctúa entre 6.2-7.8 dependiendo de la zona (Merck, 2000). La piel posee varias funciones las más importantes serán mencionadas a continuación:

o Proteger al organismo de influencias externas físicas, químicas y biológicas

o Aislar al cuerpo del medio ambiente.

o Regular temperatura gracias a la evaporación de líquidos corporales.

o Producción de pigmentos y vitamina D.

o Percepción sensorial.

o Función inmunológica.

2.2. Estructuras de la piel

Dos de los componentes principales de la piel son la epidermis y dermis. Estos dos componentes son interdependientes y bien diferenciados y su función varía de acuerdo a las estructuras que los componen.

Figura 2.1. Estructura de la piel.








Fuente: García, 2003




2.2.1. Epidermis

Capa más superficial de la piel, se compone de múltiples capas celulares:

o Queratinocitos: Son las células que se encuentran en mayor abundancia y le dan forma y funcionalidad a la piel.

o Melanocitos: Localizadas en la capa basal y el folículo piloso, son células dendríticas cuya función es producir el pigmento café de la piel que es sintetizado a partir de la tirosina.

o Células de Merkel: Se ubican entre las células basales y están clasificadas como mecanoreceptores. Se localizan en los dedos, cavidad oral y en la vaina externa del pelo.

o Células de Langerhans: Son células dendríticas presentadoras de antígenos y están relacionadas con los mecanismos de hipersensibilidad mediados por células.

Esta capa presenta renovación continua, es avascular y se nutre por difusión de la dermis. La descamación es de manera invisible o en segmentos celulares llamados caspa.
La epidermis tiene un ciclo de recambio de 22 días en el perro normal, presenta una membrana basal que sirve como lugar de anclaje de las de células epidérmicas y como barrera de protección entre la epidermis y la dermis. Esta también sirve de soporte a los siguientes estratos: E. Corneo, E. Lucido, E. Granuloso y E. Espinoso (Muller y Kirk’s, 1997).

-Estrato basal: Esta formado por una sola línea de células cilíndricas. Estas células se ubican en la unión dermoepidérmica y se unen a ella por unas estructuras de unión llamadas hemidesmosomas. En este estrato las células se están dividiendo constantemente y al microscopio se aprecian numerosas mitosis. Las Células Basales tienen filamentos de aproximadamente 10 nm de diámetro que son citoqueratinas. Conforme la célula asciende a estratos superiores, el número de filamentos aumenta, llegando a ser en el estrato córneo casi el 50% de sus proteínas En cuanto a su morfología estas células son columnares bajas o cuboides, con su eje largo alineado verticalmente con respecto a la superficie de la piel (Merck, 2000).

-Estrato espinoso: Formado por 2 a 3 filas de células que sintetizan queratina. Por lo general se observan con mayor nitidez en los cojinetes plantares y morro. Se llama de esta forma porque al ser visto con el microscopio se observan en forma de espinas las uniones celulares o desmosomas. Las células tienen forma polihédrica y usualmente son de 3 a 8 capas de células. Las células presentan en su citoplasma muchos haces de filamentos los cuales convergen en los desmosomas. Estos filamentos o tonofibrillas le dan a las células cierta resistencia contra la fricción. El estrato basal con el estrato espinoso forman el estrato de Malphigi (Ruiz, 2005).

-Estrato granuloso: Recibe este nombre puesto que al ser observadas con el microscopio se pueden observar gránulos basófilos queratohialinos, estos gránulos son ricos en proteínas que contienen histadina. Hay otro tipo de gránulos llamados lamelares que solo son visibles con el microscopio electrónico y estos contienen fosfolípidos y glicosaminoglicanos. Estas sustancias son liberadas al espacio intercelular y en la capa cornea forman una especie de cemento intercelular que actúa como barrera contra el medio externo. Este estrato está formado de 3 a 5 capas de células (Ruiz, 2005).

-Estrato lúcido: Células aplanadas anucleadas, sin perfiles definidos. Está presente solamente en zonas muy queratinizadas y sin pelo, en perros solo se encuentra en los cojinetes plantares (Ruiz, 2005).

-Estrato corneo: Es la capa más externa y se renueva constantemente es el que previene la entrada de microorganismos y agentes ambientales dañinos además evita la pérdida de fluidos corporales. Esta capa esta formada de queratinocitos completamente maduros que contienen proteínas una de ellas es la queratina. Las células son planas y no presentan organelos intracitoplasmáticos los cuales ya fueron digeridos por enzimas lisosomales (Ruiz, 2005).

2.2.2. Dermis

Es una parte integral del sistema tisular conectivo del cuerpo y es de origen mesodérmico. En la dermis se pueden encontrar normalmente los siguientes tipos de células:

Fibroblastos: célula de origen mesenquimatoso células especializadas en la síntesis de las fibras de colágeno, elásticas y reticulares. Los fibroblastos también tienen que ver con la destrucción del colágeno pues producen colagenasas y lipasas, enzimas encargadas de la degradación del colágeno (García, 2003).

Histiocitos: son macrófagos que se originan a partir de los monocitos de la sangre. Procesan y presentan antígenos, producen interleucinas, interferones, prostaglandinas, lisosimas y peróxidos (García, 2003).

Mastocitos: células que contienen gránulos con múltiples mediadores químicos los cuales son vasoactivos, quimiotácticos, el más importante de ellos es la histamina. Estas células responden degranulandose y eliminando estas sustancias frente a estímulos físicos, químicos e inmunológicos (Ruiz, 2005).

Morfológicamente la dermis esta compuesta por tres tipos de fibras:

Colágeno (representa el 95% del total de las fibras).
Elásticas.
Reticulares o protocolágeno.

Es responsable de la mayor parte de la profundidad, resistencia a las tracciones y la elasticidad de la piel, participa además en la remodelación, mantención y reparación de la piel. La dermis se mantiene unida gracias a una proteína llamada colágeno compuesta por fibroblastos. En esta capa se encuentran los receptores de dolor y del tacto (Muller y Kirk’s, 1997).

2.2.3. Hipodermis

La hipodermis, tejido subcutáneo, o también llamada subcutis está compuesta por tejido conjuntivo laxo, el cual contiene fibras elásticas que se entrecruzan formando mallas, las que limitan espacios o celdas que en circunstancias patológicas pueden contener líquido o aire y otros gases denominándose edema o enfisema respectivamente. Estos espacios están ocupados por tejido adiposo, el cual puede formar acumulaciones considerables en panículos como ocurre en los animales con exceso de grasa. Su función es la protección física a traumas, como aislante térmica y como reserva energética (García, 2003).

2.3. Historia, taxonomía y morfología del género Malassezia

El género Malassezia fue reconocido por primera vez en 1846 por Eichstedt, fisiólogo e histólogo francés, fue el primero en reconocer la naturaleza fúngica de la pitiriasis versicolor. En 1874 Malassez informó sobre células de varias formas en el estrato córneo de pacientes con diversas enfermedades de piel. Casi medio siglo después de conocida la etiología de la pitiriasis versicolor, Baillon, en 1889, creó el género Malassezia en honor a Malassez, con Malassezia furfur como especie tipo. La denominación de la especie hace alusión a las finas escamas, de consistencia furfurácea o parecida al salvado, que se desprenden de las lesiones en esta afección (Giusiano, 2006).

El género Pytirosporum fué introducido por Sabouraud en el año 1904 con el objeto de describir a las formas de levaduras sin filamentos miceliales aisladas de la piel normal. Castellani y Chalmers en 1913, llamaron Pityrosporum ovale a la forma oval y en 1951 Gordon denominó P. orbiculare a las levaduras esféricas presentes en piel con y sin lesiones.

En 1925 Weidman introdujo el nombre de P. pachydermatis para una especie no lipofílica aislada de animales, a la cual Dodge en 1935 propone incluirla dentro del género Malassezia, Gustafson obtiene este mismo microorganismo de otitis externas en caninos en el año 1955 otorgándole por error la categoría de nueva especie bajo la designación de P. canis (Giusiano, 2006).

La identificación de las diferentes especies de Malassezia se basan en las diferencias morfológicas, estructurales, moleculares, bioquímicas y apariencia de la colonia (Hernández, 2005).










CUADRO 2.1: Taxonomía del género Malassezia
CLASE FAMILIA GENERO ESPECIE
M. pachydermatis
M. furfur
Malassezia
Cryptoccocaceae
Basidiomicetos M. sympodialis
M. globosa
M. obtusa
M. slooffiae
M. restricta









Malassezia pachydermatis corresponde a un hongo levaduriforme, saprofito, no micelial lipofílico de forma oval o en maní con pared gruesa. Su forma típica se debe a la gemación unipolar de células hijas desde un sitio de la pared celular, también incluye en la capa interna de la pared un reborde en espiral distintivo de la especie (Muse, 2001). Esta levadura se caracteriza por poseer un tamaño de 2,5 a 5,5 x 3,0 a 6,5 micras (Marcon y Powell, 1992).

Desde el punto de vista fisiológico la principal característica de estas levaduras es que son obligatoriamente lipofílicas, debido a que tienen un defecto en la capacidad de sintetizar ácidos grasos saturados de C12–C16, lo que se manifiesta en el requerimiento de una fuente exógena de esos ácidos grasos para su desarrollo. Malassezia pachydermatis es la única especie del género que no requiere de sustancias lipídicas para su desarrollo (Carlotti, 2001)

Su crecimiento es a un pH óptimo entre 4.0 y 8.0, se inhibe entre 1.0 a 3.0 y 9.0 a 10.0, Debido a esto se cree que productos tópicos acidificantes serían una buena opción de terapia para cuadros de infección cutánea producidas por levaduras (Hernandez, 2005).

Malassezia pachydermatis puede ser aislada tanto en animales domésticos (perros, gatos, equinos) como en animales salvajes rinocerontes (primates, aves acuáticas, pájaros y carnívoros). En los animales estas levaduras en piel y mucosas, pero hasta el momento no se han reportado localizaciones más profundas (Carlotti, 2001).
2.4. Etiología y patogénesis de Malassezia pachydermatis

Muchos estudios han demostrado que Malassezia pachydermatis única especie no lipofílica, primariamente zoofilica, coloniza animales de sangre caliente y es raramente encontrada en piel humana. Es un componente de la flora cutánea normal del perro, particularmente el área perianal, los labios y extremidades (Outbridge, 2006).

La respuesta del hospedador a las levaduras incluye mecanismos de defensa no específicos como la fagocitosis por neutrófilos, además de mecanismos de defensa específicos mediados por células con participación de células T que se multiplican y producen linfoquinas estimulando la fagocitosis por macrófagos así como la multiplicación de células basales epidérmicas finalizando con la destrucción de las levaduras o su eliminación por descamación (Bonagura, 2001).

Los factores que pueden desencadenar esta patología incluyen alteraciones del microclima cutáneo y de los mecanismos de defensa del hospedador esto permite que Malassezia pachydermatis pueda multiplicarse y volverse patogénica. Los factores cutáneos que refuerzan la multiplicación de Malassezia incluyen:

Producción excesiva o modificación del sebo o cerumen.
Exceso de humedad.
Alteración de la barrera epidérmica.
Pliegues cutáneos.

Estos cambios pueden desencadenarse por diversas causas, las más comunes son:
Hipersensibilidad cutánea o atopia.
Pioderma.
Ectoparásitos, en especial demodicosis.
Desordenes endocrinos (hipotiroidismo).
Desordenes en la queratinización.
Tratamientos prolongados con glucocorticoides o antibióticos.

Malassezia pachydermatis posee mecanismos de adherencia a los corneocitos que aseguran su permanencia en el huésped, además de la producción de enzimas como Fosfolipasas, Proteasas, Hialorunidasas, Fosfatasas que pueden contribuir a la inflamación cutánea a través de proteólisis, lipólisis cambios del pH cutáneo, liberación de eicosanoides y activación del complemento, además de sustancias que inhiben otros organismos micóticos limitando la competencia y favoreciendo el microclima necesario para esta especie (Carlotti, 2001).

La actividad fosfolipasa y proteinasa de Malassezia., puede ser considerada un potencial determinante de virulencia y probablemente juegue un activo rol en la invasión de los tejidos del hospedador. La exposición a la fosfolipasa y a la proteinasa producida por los microorganismos induce la formación de poros en las membranas de las células epiteliales de los mamíferos, afectando las funciones celulares y favoreciendo la invasión del tejido. Esto explicaría el papel de estas enzimas en la ocurrencia de lesiones de piel.
Las fosfolipasas podrían ser consideradas uno de los tantos factores involucrados en la compleja interacción entre las levaduras y el hospedador, llevando al desarrollo de lesiones cutáneas (Giusiano, 2006)

Además, se ha demostrado que la Malassezia pachydermatis puede producir reacciones de hipersensibilidad tipo I, con presencia de prurito extremo y otros signos clínicos, pero con una baja cantidad de microorganismos (Bonagura, 2001).

2.5. Epidemiología

No existe ninguna predilección por edad o sexo. Algunas razas están predispuestas a la dermatitis por Malassezia como por ejemplo el West Highland, White Terrier, Basset Hound, Dachshund, Cocker Spaniel, Poodle, Pastor alemán, Collies, Shetland, Jack Russell Terrier, Springer Spaniel y Shar Pei (Muller y Kirk’s, 1997). Los factores predisponentes del huésped serian enfermedades alérgicas, trastornos en la cornificación (seborrea), afección bacteriana de la piel y administración prolongada de corticoides o antibióticos que se utilizan para el tratamiento de estos trastornos. La época en donde se presenta el mayor número de casos es al final de la primavera e inicios de verano aunque puede persistir en el invierno (Muller y Kirk’s, 1997).



2.6. Signos clínicos

Los signos clínicos asociados a dermatitis por Malassezia pueden ser variables y por lo general se relacionan a prurito, zonas eritematosas, escamas amarillas a grises, olor desagradable, pápulas, aspecto grasiento del pelo y de la piel. En estados crónicos se puede observar hiperpigmentación, liquenificación y alopecia traumática, no obstante estos signos clínicos se pueden encontrar en otros trastornos dermatológicos por lo tanto no establecen su diagnostico (Carlotti, 2001).

La ubicación más frecuente es en la parte ventral del cuerpo (cuello, axilas, vientre y área inguinal), zona facial (pabellón auricular, labios, hocico), área perianal y zona interdigital. También puede generalizarse. A veces se aprecia agrandamiento de los linfonódulos, pero más a menudo no hay ningún signo general (Nobre, M. et al, 2000).

2.7. Diagnóstico

Para un correcto diagnóstico de la presencia de Malassezia pachydermatis es importante considerar la historia clínica apoyado por el examen físico del paciente, confirmando el diagnóstico a través de métodos complementarios que permitan (en caso de presencia patológica) una respuesta eficaz y oportuna. Dentro de los exámenes dermatológicos que demuestran la presencia de Malassezia en la piel, podemos mencionar el examen citológico, histológico y cultivos fúngico de Malassezia (Jack, 2005).

Un método de rápida respuesta y a la vez accesible es el examen citológico, para el cual se puede recolectar muestras a partir de escamas o residuos de la superficie cutánea mediante:
o Raspado superficial.
o Fricción con hisopo sobre la piel.
o Presión de una cinta de celofán transparente.
o Directa utilizando el portaobjetos sobre la piel.

Para realizar un buen diagnostico se debe considerar cual es la cantidad promedio de Malassezias normal en piel, y que cantidad es patológica. En el Cuadro 2.2 se establecen los siguientes valores.

CUADRO 2.2. Rangos de Malassezia pachydermatis en piel

Cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo
Situación en piel según cantidad de Malassezia pachydermatis.
0-4 Malassezias por campo
NORMAL
4-10 Malassezias por campo
LEVE
10-20 Malassezias por campo
GRAVE
20 y más Malassezias por campo
CRÍTICO


Fuente: Larson, 1998

2.7.1. Muestras citológicas

La citología es la ciencia que estudia la morfología celular de diferentes partes del organismo. La colección de muestras citológicas es muy sencilla, económica y segura para el paciente convirtiéndola en una herramienta diagnóstica muy importante para el clínico.
Dependiendo del sitio de localización de la lesión y de las características clínicas adicionales que presente se determinará que método de muestreo más conveniente para cada caso. Por lo que hay que tener muy claro, que el éxito del diagnóstico citológico depende en gran medida de la calidad de la muestra obtenida; es decir, de la presencia de material celular suficiente y de la preparación adecuada de la muestra en cuanto a la fijación y tinción (Ruiz, 2005).

2.7. 2.Técnicas de extracción de muestras

a) Técnica por cinta adhesiva doble fas:

Esta técnica se utiliza para recolectar escamas y detritus cutáneos, la principal indicación de este test es el examen citológico de la superficie cutánea. La cinta adhesiva permite recolectar muestras de lugares delicados como son los pliegues cutáneos, en particular entre los espacios interdigitales, mucosas y uniones muco-cutáneas (Nobre, M. et al, 2000).

La técnica consiste en presionar la cinta por el lado adhesivo sobre la piel, posteriormente se puede pegar una parte de la cinta sobre la punta de una lámina de vidrio o bien usar la cinta como muestra, luego se procede a colorear el material escogido, para observarlo al microscopio en el máximo aumento. Esta técnica es especialmente útil para evaluar Malassezia u otros ítems de interés que pueden ser identificados incluyendo células inflamatorias como neutrófilos (que pueden aparecer en epidermis en respuesta a una infección superficial), células epiteliales nucleadas (que no son normales y reflejan una anormalidad de queratinización), etc (Nobre, M. et al, 2000).

2.7.3. Tinción Diff-Quick ®

Es una tinción rápida, de buena calidad, en la cual participan tres reactivos: Metanol 985 como fijador, Buffer Eosina y el Fosfato buffer de azul de metileno la cual aplicada sobre el portaobjeto permite una tinción adecuada de levaduras y bacterias. Para la formulación de este colorante hay que realizar un preparado especial para cada tinción.

Pertenece al grupo de las tinciones de Romanowski y se le define como un precipitado negro formado por la adición de soluciones acuosas de azul de metileno y eosina disueltos en metanol (Ellis, 2007).

La coloración Diff-Quick ® se diseñó para que el citoplasma se tiña de rosado y azul el núcleo, y que además ocurra la fijación de películas finas de tejido u otros extendidos. En el caso de levaduras como es el caso de Malassezia pachydermatis estas adquieren una coloración azul oscura (Ellis, 2007).

Cuadro 2.3. Preparación de colorantes
Componente
Cantidad
Metanol
98%
Eosina

Eosina
0,3 g
Ácido acético glacial
0,25ml
Agua destilada
100 ml.
Azul de metileno

Azul de metileno
1 gr.
Agua destilada
100 ml.


El material es transferido a un porta objetos y fijado por calor para realizar las tinciones para posteriormente evaluar microscópicamente la presencia del microorganismo (Omodo-Eluk et al, 2003).

2.7.4. Diagnostico diferencial

El diagnostico diferencial incluye a la mayoría de las patologías en las que se presente prurito, eritema y seborrea como lo son: Enfermedades alérgicas, Foliculitis bacteriana, Demodicosis, Reacción a drogas, antibióticos y Acantosis nigrigans.

2.8. Tratamientos convencionales para Malassezia pachydermatis

Los antimicóticos de preferencia para este tipo de patología son los denominados azoles de amplio espectro estos se dividen en imidazoles y triazoles. Los más efectivos son los que afectan la membrana citoplasmática del hongo y su utilización varía de acuerdo a la presentación del producto y al tipo de micosis, es decir, superficiales, subcutáneas, sistémicas o profundas.

La terapéutica en este caso, debe estar enfocada tanto hacia la levadura como a cualquier problema predisponente, en consideración a que Malassezia pachydermatis es parte de la flora microbiana normal de la piel, por tanto no siempre es posible eliminarla por completo (Marcon y Powell, 1992).

2.8.1 Antimicóticos Sistémicos

Los más utilizados como tratamiento contra Malassezia pachydermatis se mencionaran brevemente a continuación:

Ketoconazol: Es el fármaco que se administra de manera más amplia, por vía oral es de amplio espectro incluso dermatofitos, blastomicosis, histoplasmosis, coccidiodomicosis, tiñas, pitiriasis versicolor, candidiasis mucocutánea crónica, vulvovaginitis por cándida, candidiasis bucal y de esófago (Goodman, 2003).

Se distribuye en todo el organismo y se metaboliza en hígado. Se excreta por heces y bilis y orina. Por vía tópica prácticamente no se absorbe. Necesita pH ácido para que ocurra la absorción gastrointestinal, es decir, debe administrarse con las comidas. La administración de Bloqueadores H2 disminuye la absorción (Goodman, 2003).


v Efectos colaterales.: Alergia, caída del cabello, alteraciones endocrinas, irregularidades en el ciclo, ginecomastia y disminución de líbido, disminución plasmática de hormonas .esteroideas (se puede usar como antiesteroideo para el Cushing) puede producir incremento de aminotransferasas y colangiohepatitis por lo que se debe controlar función hepática (hepatotoxicidad) (Muller, 2007).

v Dosis: 5 a 10 mg/kg diarios por 10 días posteriormente la misma dosis pero en días alternos por 10 días más (Muller, 2007).

v Itraconazol: Triazol relacionado con ketoconazol. Se absorbe por vía oral, menos efectos adversos que ketoconazol. Espectro más amplio. Activo contra los mismos hongos que el Ketoconazol y el Fluconazol, pero con mayor actividad contra el Aspergillus. Se usó en Blastomyces dermatitidis e Histoplasma capsulatum. La absorción oral varía entre pacientes, disminuye en ayuno o pH gástrico elevado, Se metaboliza en hígado (Valsecia, 2004).

v Interacciones: Rifampicina, Fenilhidantoína y Carbamazepina, bloqueadores H2 y bloqueadores hidrogeniones. Aumentan las concentraciones toxicas de Digoxina, Ciclosporina y Fenilhidantoína, Terfenadina y Aztemizol y puede producir ondas QT prolongadas, con arritmias ventriculares fatales (Muller, 2007).

v Efectos adversos: Nauseas, vómito, diarrea, dolor abdominal e hipocalemia, en inmunocomprometidos: rash , prurito y urticaria. Menos frecuentes: mareo, dolor de cabeza, angioedema, anafilaxia, fatiga, hipertensión y hepatotoxicidad, pero menos que el ketoconazol (Valsecia, 2004).

v Dosis: 5 a 10 mg/kg cada 24 hrs (Muller, 2007).


2.8.2 Antimicóticos de uso tópico

El tratamiento tópico es empleado ampliamente siendo importante que estos preparados tópicos posean actividad desengrasante y antimicótico, con cierto efecto residual a modo de disminuir la recurrencia del problema (Bonagura, 2001).También se sugiere el uso de shampoo en base a diversos productos antimicóticos, sin embargo la acción del enjuague limita el efecto residual, por tanto se sugiere no enjuagar al animal posterior a la aplicación del producto con el fin de lograr una concentración optima en piel.(Melman, 2005).

El antimicótico tópico ideal debe reunir las siguientes características:

v Acción fungicida (mejor que fungistática).

v Amplio espectro frente a los hongos causantes de micosis superficiales cutaneomucosas (dermatófitos, levaduras del género Candida, Pityrosporum y mohos).

v Actividad in vitro demostrada con pruebas de sensibilidad (CMI) para los hongos mencionados.

v Probada eficacia clínica en la resolución de las distintas dermatomicosis.

v De fácil accesibilidad, disponible en farmacia sin prescripción médica obligada.

v Disponible en diversas presentaciones y de fácil aplicación.

v No absorbible o con escasa absorción por piel, con buena penetración en el estrato córneo, capaz de alcanzar una alta concentración en los tejidos lesionados y buena relación coste-eficacia (Maestre, 2001).


A) Derivados azólicos


Los antifúngicos azólicos son preparados sintéticos constituidos por diferentes anillos
fenílicos, cuya característica común es la presencia de uno o más anillos de cinco elementos en cuya estructura están presentes dos moléculas de nitrógeno (imidazoles) (Goodman, 2003). Se dividen en imidazoles y en triazoles.

Cuadro 2.4 Clasificación de antifúngicos azólicos
Mecanismo de acción

El principal mecanismo de acción de los imidazoles fue demostrado por primera vez por Vanden Bossche en 1978. Este autor comprobó que concentraciones bajísimas de Miconazol eran capaces de bloquear la síntesis de ergosterol en Candida albicans, lo que producía la acumulación de diferentes 14-a-metil-esteroles a nivel celular. Este fenómeno sugería que los azoles inhibían la 14-a-demetilación en la cadena de la síntesis de los esteroles celulares (Figura 2.2.).

Esta inhibición no tiene lugar selectivamente a nivel de la célula fúngica, sino que también afecta a la síntesis de colesterol de las células animales, aunque para ello se requieren dosis de azoles mucho más elevadas. La auténtica diana que utilizan los azoles para inhibir la 14-a-demetilación del lanosterol es una proteína Hem del citocromo p-450, bloqueando el lugar reservado para el oxígeno. La depleción de ergosterol altera la fluidez de la membrana reduciendo la actividad de enzimas asociadas a ésta, aumentando así la permeabilidad e inhibiendo el crecimiento y la replicación celular. Este efecto no deseado de inhibición de la síntesis de esteroles humanos por los imidazoles ha sido utilizado con Ketoconazol para el tratamiento de enfermedad de Cushing o cáncer de próstata.

Además de la inhibición de la síntesis de ergosterol, algunos imidazoles (denominados por algunos autores de primera generación, ver más abajo) poseen un efecto directo sobre la membrana celular (Florez, 2004). Este efecto se pone de manifiesto mediante el efecto sinérgico que tiene lugar entre estos imidazoles y determinados detergentes.
Se ha demostrado cómo la ocupación de la bicapa lipídica celular por este tipo de azoles es mucho más elevada que la que se observa con azoles que no tienen este efecto directo sobre la membrana celular, como es el caso de Ketoconazol. Este efecto directo sobre la membrana celular conlleva un efecto fungicida, a diferencia de la inhibición de la síntesis de ergosterol, que produce un efecto fungistático.

Una tercera capacidad de los azoles consiste en la posibilidad de inhibición de la ATPasa de la membrana celular fúngica, actividad descrita al menos con miconazol y ketoconazol. Ello puede colapsar rápidamente el gradiente de electrolitos y disminuir el ATP intracelular. Por último, otro fenómeno relacionado con diferentes antifúngicos azólicos ha sido la inhibición de transformación morfogenética de levadura a micelio, observado en algunos casos (Florez, 2004).

Clasificación

Los antifúngicos azólicos se pueden dividir en tres grandes grupos, en relación a su desarrollo histórico y función, más que en su composición química.

La primera generación son los derivados tópicos. Al igual que todos los imidazoles, estos alteran la composición de los esteroles de la membrana fúngica, mediante inhibición del citocromo p-450, pero además de ello, los agentes tópicos ejercen una acción fungicida por daño directo de la membrana celular, como ya se ha comentado. La segunda generación son los compuestos orales con actividad sistémica, cuyo máximo relevante es ketoconazol. No poseen, al igual que los de primera generación, el efecto directo sobre la membrana celular que tienen los del anterior grupo.

La tercera generación son los derivados triazólicos, a pesar de su excelente actividad in vivo, la correlación in vitro de dicha actividad, circunstancia que comparten con los de segunda generación, es muy difícil de demostrar y es muy dependiente de las condiciones ambientales. Un aspecto importante a la hora de evaluar la actividad inhibitoria, es el estado fisiológico y la fase de crecimiento de la célula fúngica. La mayoría de los azoles de primera generación son fungicidas al añadirse a cultivos de levaduras en fase de crecimiento exponencial, incluso tioconazol y en menor medida miconazol, también muestran esta actividad fungicida en fases estacionarias. Sin embargo, los azoles de segunda y tercera generación son siempre fungiestáticos, independientemente de la fase de crecimiento en la que se analice (Letelier, 2006).

Resistencia a los azoles

Se han descrito básicamente tres mecanismos de resistencias a los derivados azólicos:

1. Disminución de la permeabilidad de la membrana antifúngica producida por los cambios en la composición del ergosterol: Las cepas que poseen este mecanismo tienen en su membrana niveles altos de esteroles no esterificados, con un cociente fosfolípido/esterol de aproximadamente la mitad de lo que tienen las cepas sensibles. Parece que la penetración de los azoles es variable y hay diferencias entre los muy lipofílicos y los hidrofílicos, que podrían explicar algunos casos de resistencias no cruzadas (Letelier, 2006).

2. Mutación de la enzima lanosterol-14ademetilasa: Condicionando una menor afinidad por los imidazoles (Letelier, 2006).

3. Sobreproducción de las enzimas del citocromo p-450: Provocando un aumento de la síntesis de esteroles y contrarrestando la acción de los azoles. Además de estos tres mecanismos, en algunas especies estudios recientes han demostrado la presencia de una bomba activa que extrae azoles de su diana enzimática confiriendo resistencia. Cuando se habla de resistencia en antifúngicos hay que tener en cuenta los siguientes conceptos:

1. Resistencia intrínseca: Cuando ningún miembro de una especie es sensible a un
Antifúngico (Letelier, 2006).

2. Resistencia primaria: Se aplica a una cepa perteneciente a una especie normalmente sensible al antifúngico que posee una resistencia natural al mismo sin haber estado en contacto previamente (Letelier, 2006).

3. Resistencia secundaria: Cuando una cepa previamente sensible adquiere resistencia al antifúngico tras haber estado en contacto con él (Letelier, 2006).

2.9. Bifonazol

Este producto es un derivado de los imidazoles de uso tópico, utilizado desde 1983 principalmente a nivel de medicina humana, sin mayores registros de su uso a nivel veterinario (Bibliomed, 2000).

2.9.1. Mecanismo de acción

Pertenece a los derivados azólicos de primera generación. Al igual que todos los imidazoles, estos alteran la composición de los esteroles de la membrana fúngica, mediante inhibición del citocromo p-450 , inhibiendo las enzimas oxidativas como la esterol 14-alpha-desmetilasa, deteriorando la síntesis de ergosterol de la membrana acumulándose 14-metilesterol, estos últimos pueden romper la unión estrecha de los fosfolípidos, afectando las funciones de las enzimas de membrana e inhibiendo el crecimiento fúngico, pero además de ello, los agentes tópicos como lo es el caso de Bifonazol, ejercen una acción fungicida por daño directo de la membrana celular, como ya se ha comentado (Álvarez, 2006).


Figura 2.2. Mecanismo de acción de los azoles
AcetilCOA
Escualeno
Lanosterol
4,14-dimetillanosterol
Ergosterol
Azoles
14-α-desmetilasa










Fuente: Propia

2.9.2. Indicaciones terapéuticas

Antimicótico de amplio espectro fungicida con efecto antinflamatorio específico para micosis de las uñas de los pies y manos producidas por dermatófitos levaduras (Candida albicans) y mohos originando el desprendimiento atraumático de la porción afectada de la uña (onicólisis selectiva) (Álvarez, 2006).

El amplio espectro in vitro del bifonazol en humanos incluye levaduras, hongos dimórficos, dermatofitos, filamentosos y M. furfur. Su lipofília y su reducida solubilidad en agua, hace que la eficacia esté relacionada con el elevado tiempo de retención cutánea y su biodisponibilidad tópica unido a la buena tolerancia que presenta (Carrillo, 1995).
La eficacia clínica de este antifúngico (bifonazol 1%), está probada en el tratamiento experimental de dermatofitosis y candidosis, y se alcanzan tasas de curación elevadas en la mayoría de micosis superficiales con tratamientos de 2 a 3 semanas (Carrillo, 1995).

En veterinaria no esta bien documentado su uso, pero en algunos estudios recientes se describe que Malassezia pachydermatis es la levadura mas susceptible a la terapia tópica con productos azólicos (Outbridge, 2006)

2.9.2. Presentación

Es posible obtener el producto en preparaciones tales como ungüento tópico al 1%, loción al 1%, en polvo y eventualmente como ingrediente en la preparación de shampoo antimicótico (Bibliomed, 2000).

2.9.3 Farmacocinética y Farmacodinamia

a) Propiedades farmacocinéticas:

Absorción: El Bifonazol tiene una buena penetración en las capas cutáneas infectadas. Seis horas después de su administración las concentraciones en las diversas capas cutáneas van desde 1 000 g/cm3 en la capa superior de la epidermis (capa córnea) hasta 5 g/cm3 en la capa papilar. Por ende todas las concentraciones determinadas están dentro de un rango de actividad antimicótica confiable.

El tiempo de permanencia en la piel – medido por la acción protectora es de 48 a 72 horas en el caso de la crema de Bifonazol y de 36 a 48 horas para la solución de Bifonazol.

En virtud de las concentraciones en plasma extremadamente bajas (por lo general por debajo de 5 ng/ml) es improbable que se presente un efecto sistémico después de la aplicación tópica (Letelier, 2006).

b) Propiedades farmacodinámicas:

El Bifonazol es un derivado imidazólico con un amplio espectro antimicótico que incluye dermatófitos levaduras mohos y otros hongos como Malassezia furfur. También es efectivo en infecciones causadas por Corynebacterium minutissimum.

Los valores de la Concentración Inhibitoria Mínima (CIM) de los tipos de hongos mencionados se encuentran en niveles de menos de 0.062-4 (-16) g/ml de sustrato.

El Bifonazol tiene una notable actividad fungicida contra los dermatófitos en especial contra Trichophyton spp. Con una concentración de aproximadamente 5 g/ml y una exposición de 6 horas se logra un efecto totalmente fungicida.

En caso de las levaduras por ejemplo especies de Candida el efecto del Bifonazol a concentraciones de 1-4 g/ml es principalmente fungistático aunque a concentraciones de 20 g/ml es fungicida.

En los cocos grampositivos excluyendo los enterococos el Bifonazol tiene valores de CIM entre 4 y 16 g/ml. Cuando se trata de corinebacterias los valores de la CIM están entre 0.5 y 2 g/ml. La situación de resistencia para el Bifonazol es favorable (Letelier, 2006).

Las variables de resistencia primaria de las especies fúngicas sensibles son muy poco frecuentes (Letelier, 2006).

Hasta ahora las investigaciones no han proporcionado evidencia alguna de desarrollo de resistencia secundaria en cepas principalmente sensibles (Letelier, 2006).

El Bifonazol inhibe la biosíntesis del ergosterol en dos diferentes niveles lo que distingue a este agente de otros derivados azólicos y de otros antifúngicos que nada más actúan en un solo nivel. La inhibición de la síntesis de ergosterol provoca un deterioro estructural y funcional de la membrana citoplásmica (Letelier, 2006).

2.9.4. Usos recomendados

A nivel veterinario no está bien documentado su uso, sin embargo a nivel de medicina humana el producto ha sido utilizado en el tratamiento de la P. versicolor, candidiasis, dermatofitosis, diversas tiñas y onicomicosis. Aplicado una vez al día durante un período que varía entre las 2 y 4 semanas según la enfermedad a tratar (Bibliomed, 2000).


2.9.5. Reacciones adversas

Consisten en eritema, escozor, enrojecimiento, todo esto en caso de existir hipersensibilidad al producto y no eliminarlo por completo de la piel. Estas reacciones son menores en comparación a otros derivados azolicos de uso tópico como es el caso del Clotrimazol (Álvarez, 2006).
3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Materiales

3.1.1. Material biológico

Para la realización del siguiente estudio y alcanzar los objetivos descritos, se evaluaron 35 pacientes caninos, los cuales fueron facilitados por la Clínica Veterinaria Full Animals ubicada en la comuna de Recoleta.

Estos pacientes fueron seleccionados sin distinción de raza, edad y sexo, solo contar con el diagnostico clínico y citológico de Malassezia pachydermatis.

El Médico Veterinario de turno, fue el encargado de realizar la exploración clínica, a modo de determinar la presencia patológica de Malassezia pachydermatis, en tanto que la alumna tesista fue la encargada de realizar la toma de muestras y la posterior evaluación microscópica. Esta evaluación microscópica se realizó a partir de muestras obtenidas desde la zona afectada aplicando la técnica de impronta cutánea con Cinta Adhesiva Doble Fas. El análisis y tinción de las muestras se realizaron en las dependencias de la Clínica Veterinaria Full Animals.
3.1.2. Material no biológico

Para la obtención y procesamiento de las muestras se utilizaron los siguientes materiales:

a) Sobre para muestras de papel: Almacenamiento y transporte de las muestras extraídas.

b) Guantes de estériles: Su utilización estuvo basada con el fin de cumplir las mínimas normas de asepsia que requiere cada procedimiento médico.

c) Porta objetos de vidrio: En estos fueron colocadas cada una de las muestras los cuales fueron rotulados para posteriormente ser observadas en el microscopio.

d) Cinta adhesiva: Del tipo celofán Scotch 3M Doble fas (2cms de ancho) para extracción de muestras de cada uno de los pacientes. Esta cinta posee la característica de ser adhesiva en ambas caras.




e) Tinción Diff-quick®: Tinción seleccionada para procesar cada una de las muestras obtenidas de cada paciente. Sus características técnicas fueron especificadas anteriormente en el punto 2.7.3

f) Máquina fotográfica: Marca Olympus de 4.0 megapixeles para registro los hechos más relevantes durante el presente estúdio, como por ejemplo, procesamiento de muestras, observación de muestras, lavados realizados a los pacientes etc.

g) Microscopio óptico: Marca Nikon, binocular, observación y análisis citológico de cada una de las muestras previamente procesadas.

h) Aceite de inmersión: Para dar una mayor resolución y una imagen más clara de las muestras a observar en el microscopio.

i) Secador: Para el procesamiento de las muestras con el fin de fijarlas y para el secado de los pacientes posterior al lavado.

j) Ficha dermatológica: Registrar los datos más relevantes de cada uno de los pacientes (Punto 3.1.3)


k) Tijeras recta: Punta roma/roma, para corte de cinta adhesiva doble fas y tricotomía.

l) Agua: Para realizar los lavados con el producto a estudiar.

m) Shampoo hipoalergénico: Para eliminar suciedad y la capa de grasa previo a los lavados con Bifonazol 1% shampoo.

n) Bifonazol al 1% shampoo: Shampoo antimicótico para el tratamiento de Malassezia pachydermatis.
3.1.3. Ficha dermatológica
3.2. Método

El primer proceso fué el diagnostico de la presencia patológica de Malassezia pachydermatis. Los pacientes evaluados fueron facilitados por la Clínica Veterinaria Full Animals.

Para esto fue necesario realizar el examen clínico a cada posible paciente, en donde se observó si existía algún signo evidente de presencia de Malassezia pachydermatis que según Carlotti (2001) pueden ser prurito, eritema, pápulas, mal olor y en casos más crónicos hiperpigmentación de la zona afectada, liquenificación y alopecia traumática.

Con el fin de apoyar el examen clínico, se procede a realizar la toma de muestras, del paciente mediante la técnica de Impronta Cutánea con Cinta Adhesiva Doble Fas, en las zonas donde comúnmente se presenta este tipo de levadura, como por ejemplo cuello, axilas, abdomen, área inguinal, pabellón auricular, labios, hocico, área perianal y zona interdigital (Nobre, M. et al, 2000). Esta estuvo a cargo de la alumna tesista y fue supervisada por el Médico Veterinario de turno y consistió en:

Antes de realizar la toma de muestras la alumna tesista utiliza guantes estériles para mantener las mínimas normas de asepsia con el fin de evitar cualquier tipo de contaminación tanto para el paciente como para el que realiza este tipo de procedimiento.

Luego utilizando tijeras, se cortaron pequeños trozos de cinta adhesiva doble fas, de alrededor de 2.0 cms de ancho por 2.0 cms de longitud.

Luego se presionó firmemente la cinta sobre las zonas a muestrear ya que según Nobre (2000) de este modo se logra extraer el mayor número de células por cada zona.

En este estudio fueron evaluadas la zona abdominal, interdigital, inguinal y pabellón auricular

Se despegó y retiró la cinta de la zona muestreada colocándose sobre el portaobjeto dejando la muestra por el lado superior.

Ya ubicada la muestra en el portaobjeto se aplicó calor con mechero o encendedor, con el fin de fijar la muestra El calor es en general el método de fijación mas utilizado para la observación de la morfología de células. Este procedimiento según Zambrano (2003) se realiza con el fin de coagular el protoplasma de la célula y adherir la preparación al portaobjetos. Sin el proceso previo de fijación se perdería la capa de células de las muestras durante el proceso de tinción, almacenamiento y traslado


Una vez fijadas se colocaron cada una en sobres para muestra, rotuladas cada uno con el nombre de cada paciente y la zona de la cual fue extraída la muestra, con el fin de facilitar el procesamiento y registro de datos para el estudio.

La tinción utilizada para la observación de las muestras fué realizada con el colorante Diff Quick® siguiendo el protocolo adecuado, mencionado en el Cuadro

Cuadro 3.1. Protocolo de tinción Diff Quick®

Protocolo de tinción Diff Quick®
Sumergir en Metanol 98% (fijador) 30 segundos
Esperar 15 segundos
Sumergir en Eosina 30 segundos
Esperar 15 segundos
Sumergir en Azul de metileno 30 segundos
Lavar con abundante agua con el objetivo de eliminar los últimos residuos
Secar cada muestra con papel absorbente, secador o temperatura ambiente




Fuente: Propia

3.2.1. Técnica de recuento celular.

La lámina portaobjeto ya fijada y teñida se coloca sobre la platina con la muestra colocada en la parte superior. Se colocó una gota de aceite de inmersión sobre la muestra cuyo fin según Vizcarrondo (2001), disminuye la desviación de los rayos luminosos dando una mayor nitidez al observar la muestra.

Posterior a esto, se bajó cuidadosamente el objetivo de inmersión (100X), observando lateralmente, hasta que el objetivo quede sumergido en el aceite.

Luego se debió enfocar la imagen con el tornillo micrométrico, este enfoque debe lograrse casi inmediatamente, puesto que la distancia de trabajo del objetivo de inmersión es relativamente corta. Finalmente se ajustó el condensador y diafragma hasta lograr la iluminación adecuada.

Para facilitar la observación al microscopio según Moya (2006), el portaobjeto fué dividido en 10 campos de observación con el fin de establecer la cantidad de Malassezia existente en cada muestra (Figura 3.1). Luego se procedió a contar las células observadas en cada uno de los 10 cuadros, sacando un promedio ( ) de las células observadas.

Figura 3.1. División de portaobjetos en 10 campos y calculo promedio de Malassezia pachydermatis.

3.2.2 Baños con Bifonazol 1% shampoo.

La preparación del producto se obtuvo a partir de recetario magistral® de Farmacias Ahumada, esta preparación esta compuesta de Bifonazol en concentración 1%, más el Shampoo base, todo esto en la cantidad de 2000cc. Este fué proporcionado al responsable del canino, entregándole a este las instrucciones en forma clara para su correcta aplicación.

a) Uso del Bifonazol
En este estudio se decidió utilizar Bifonazol 1% shampoo, puesto que según Álvarez (2006), es un excelente antimicótico imidazólico, de amplio espectro que actúa sobre dermatófitos, levaduras, mohos.

Si bien Letelier (2006) y otros autores no mencionan a Malassezia pachydermatis dentro de las levaduras sensibles a este producto, puesto que no se había probado aún su efectividad en veterinaria, si se ha probado en otras levaduras del mismo género que afectan a humanos como lo es Malassezia furfur, en donde esta es altamente sensible al Bifonazol. Pero si afirman que este producto en concentraciones de 20g/ml es fungicida, penetra bien en capas de la piel infectada. Además, seis horas después de su administración sus concentraciones exceden varias veces las Concentraciones Mínimas Inhibitorias (CIM) para hongos presentes en la capa superior de la epidermis (estrato córneo). Y la principal ventaja es que no es absorbido sistémicamente o lo es en muy baja proporción, en estudios de absorción en la piel humana sana, no se hallaron concentraciones detectables en suero; existe una ligera absorción (concentración sérica de 5ng/ml) después de su aplicación en piel inflamada, pero estos valores no provocarían efectos sistémicos.

Protocolo de Baños

1.- En primer lugar se procedió a realizar el lavado del paciente con shampoo hipoalergénico, marca Traper® (adecuado para la especie), con el fin de eliminar la capa de grasa y suciedad adherida en la piel (Bonagura, 2001).

2.- Inmediatamente se enjuagó hasta extraer por completo el producto.

3.- A continuación se realizó un segundo baño con Bifonazol al 1% shampoo, haciendo masajes suaves con el fin de lograr una mayor penetración y absorción del producto.

4.- Se dejó actuar el producto durante 15 minutos, ya que según Muse (2001) esto se debe realizar con el fin de que este alcance una buena concentración (CMI) y logre el efecto residual deseado.

5.- Pasados los 15 minutos se enjuagó bien la zona. La forma como se enjuaga una formulación de shampoo terapéutico del pelaje es muy importante, ya que la acumulación de shampoo puede llevar a causar irritación de la piel (Melman, 2005).

Los baños se realizaron cada 3 días por un período de 15 días con el propósito de evitar la formación de escamas producto de la aceleración del proceso de queratinización que se produce en respuesta a las agresiones producidas por levaduras y microorganismos patógenos.

Estos baños se realizaron tanto en la Clínica Veterinaria Full Animals como en el domicilio del paciente. En la misma sesión se coordinaron las futuras visitas, para que se llevaran a cabo las posteriores evaluaciones en los días 7 y 15 de tratamiento siendo los resultados registrados en las tablas correspondientes (Tabla 3.1. y 3.2.).
3.3 Análisis estadístico:

El cálculo del número de pacientes utilizados para la realización de este estudio se realizó con la siguiente fórmula:

N= Z2 * S2 / D2



Siendo Z: 1.96 (95% confiabilidad); S: Error estándar; D: Precisión.


Para el análisis de los resultados emanados del presente estudio se construyeron tablas y gráficos para caracterizar la evolución de los pacientes frente al tratamiento, estos incluyen el promedio general y la desviación estándar según días de tratamiento (1, 7, 15) y zona afectada.

Debido a las características descriptivas del presente estudio, no se aplicaron otras metodologías estadísticas.
Tabla 3.1. Evolución y respuesta al tratamiento con Bifonazol al 1%. (Evaluación Microscópica)

Tabla 3.2. Evolución y respuesta al tratamiento con Bifonazol al 1%. (Evaluación Microscópica).



4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
4.1. Presentación de resultados
En la tabla anterior se ha registrado la información de los 35 pacientes estudiados, los cuales recibieron tratamiento durante un periodo de 15 días utilizando Bifonazol 1% shampoo, en donde se incluye el nombre del paciente, la zona muestreada, la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo diagnosticada el día 1 y la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo los días 7 y 15 de tratamiento.

4.1.2. Acción del Bifonazol 1% shampoo en el tiempo.

Grafico Nº 1

El grafico Nº 1 representa la acción del Bifonazol 1% shampoo en el tiempo, basado en la disminución de la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo, en donde se puede apreciar que previo al tratamiento se registra una media de 19 Malassezias por campo de observación, con valores en un rango de 5 hasta 100 Malassezias por campo.

Al día 7 con 2 lavados aplicados, se tiene una media de 5 Malassezias por campo con una disminución equivalente a un 73.6% en relación al día 1 y un rango que va desde 0 a 22 Malassezias por campo.

Luego entre el día 7 y el día 15 el descenso de Malassezias por campo no fue tan marcado correspondiendo este a un 40%. Al día 15 la media corresponde a 3 Malassezias por campo y un rango que va desde 0 a 20 Malassezias por campo, porcentualmente esto equivale a un 84.2% de disminución de la levadura en relación al día 1 considerando los 5 lavados realizados con el producto.
4.1.3. Acción del Bifonazol 1% shampoo en Abdomen.


Gráfico Nº2

El gráfico Nº2 representa la acción del Bifonazol 1% shampoo en la zona abdominal, basados en la disminución de la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo durante el período de tratamiento en esta zona. Entre el día 1 y 7 de tratamiento la presencia de Malassezia pachydermatis tuvo una disminución de un 61,5%. Entre los días 7 y 15, el tratamiento logró una disminución de un 33,3%, mientras que la acción del producto desde el inicio hasta el término del tratamiento logró una disminución de un 74,3% en la cantidad de Malassezia pachydermatis por campo en esta zona.
4.1.4. Acción del Bifonazol 1% shampoo en la zona Interdigital.

Gráfico Nº 3

El gráfico Nº 3 muestra la acción del Bifonazol 1% en la zona interdigital, basados en la disminución de la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis observada por campo. Siguiendo la tendencia global del estudio se aprecia un mayor grado de disminución de la presencia de la levadura entre el día 1 y 7 de tratamiento, en donde se registró una reducción de un 72,5% basados en los promedios obtenidos, luego entre los días 7 y 15, la reducción de la levadura fué de un 53,8%, mientras que las cifras entre el día 1 y 15 de tratamiento mostraron una disminución de un 87.3% en la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis observada por campo.
4.1.5. Acción del Bifonazol 1% shampoo en el Pabellón auricular derecho.

Gráfico Nº 4


El gráfico Nº 4 refleja los resultados de las muestras obtenidas a partir del Pabellón auricular derecho los días 1, 7 y 15 de tratamiento. Entre el día 1 y 7 de tratamiento con Bifonazol 1% shampoo, la disminución de Malassezia pachydermatis por campo, expresada en porcentaje fué de un 82,5%, luego entre los días 7 y 15, se registró una disminución de un 52,3% en la presencia de la levadura, mientras que el tratamiento desde el día 1 al día 15 obteniendo una disminución de un 91,6% en relación a la cantidad de Malassezias por campo obtenidas en la primera muestra.
4.1.5. Acción del Bifonazol 1% shampoo en el Pabellón auricular izquierdo.
Gráfico Nº 5

El gráfico Nº 5 muestra la acción del Bifonazol 1% shampoo sobre la cantidad de Malassezia pachydermatis observada por campo en el pabellón auricular izquierdo, en donde se aprecia una disminución marcada en la presencia de la levadura entre el día 1 y 7 de tratamiento (84,8%), mientras que contrariamente a lo observado en las otras zonas descritas, entre el día 7 y 15 se mantiene la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis observada por campo, lo que se explica por los resultados individuales del paciente Nº 18, en donde el responsable de la mascota no habría efectuado el tratamiento durante este período. El resultado final del tratamiento aplicado en esta zona arrojó una disminución de un 82,2% en la cantidad de Malassezia pachydermatis por campo.
Gráfico Nº 6

El gráfico Nº 6 muestra los resultados en la zona del pabellón auricular izquierdo omitiendo los datos del paciente Nº 18, de este modo se puede observar que la gráfica sigue la tendencia general.


4.1.6. Situación en piel según cantidad de Malassezia pachydermatis durante el tratamiento con Bifonazol al 1% shampoo.
Gráfico Nº 7

En el gráfico Nº 7 se puede observar la situación en piel de los caninos a ser tratados con Bifonazol al 1% shampoo, en donde el 63% de los casos presentaban una condición grave o crítica (más de 10 Malassezias por campo) mientras que el 37% presentaba una condición leve (entre 4 y 10 Malassezia por campo).



Gráfico Nº 8

En el gráfico Nº 8 se puede observar la gran proporción de casos que alcanzaron niveles de normalidad (77%) luego de 2 baños consecutivos con Bifonazol al 1% shampoo, los casos críticos disminuyeron en un 23% en relación a lo expresado en el gráfico Nº 7.

Gráfico Nº 9

En el gráfico Nº 9 se puede observar la ausencia de casos críticos luego de 15 días de tratamiento con Bifonazol 1% shampoo, además se aprecia un alto porcentaje de casos que alcanzaron niveles de normalidad (83%). Los casos graves disminuyeron a un 11% y los casos leves registrados (6%) corresponden a pacientes que anteriormente presentaban niveles graves o críticos.
4.2 Discusión

4.2.1 Discusión general del estudio

En el tratamiento de la presencia patológica de Malassezia pachydermatis en caninos, se han utilizados diversos productos, es así como dentro de los azoles los más nombrados son el ketoconazol, itraconazol y fluconazol, disponibles en presentación oral y uso tópico (Muse, 2001), pero presentan desventajas significativas como el caso del ketoconazol que por su baja absorción por vía tópica (Goodman, 2003) se administra por vía sistémica con alto riesgo de hepatotóxicidad si no son bien reguladas las dosis (Muller, 2007). En cuanto a los otros azoles mencionados, presentan la disyuntiva de tener menos efectos adversos pero una menor efectividad sobre Malassezia sp y mayor costo en relación a los otros fármacos (Álvarez, 2006).

Entonces resulta importante la búsqueda de nuevas alternativas de tratamiento con un mayor equilibrio entre efectividad y efectos adversos. Ante esto el Bifonazol en concentración al 1% presentación de shampoo proporcionó la concentración necesaria para el control de la levadura y su uso tópico minimiza los efectos adversos para el paciente (Letelier, 2006).

El Bifonazol 1% shampoo fue utilizado para el tratamiento de Malassezia pachydermatis, en consideración a que este producto es un antifúngico de amplio espectro, fungicida y con efecto antinflamatorio, el cual posee buena penetración en las capas cutáneas infectadas y muy bajas concentraciones en plasma producto de su aplicación tópica, además de producir menos efectos adverso en relación a otros derivados azólicos (Álvarez, 2006).

El Bifonazol ha sido probado principalmente como producto antifúngico a nivel de Medicina Humana, logrando buenos resultados en el tratamiento tópico de la Pitiriasis versicolor cuyo agente etiológico es Malassezia furfur (Carrillo, 1995), si bien esta levadura tiene mayor afinidad por las características de la piel humana, en estudios recientes esta levadura lipodependiente ha sido identificada y aislada a partir del canal auditivo de caninos con otitis externa (Crespo et. al., 2002), esto puede resultar importante considerando que en este estudio 5 de los caninos tratados cursaban con otitis externa.

Si bien el enfoque del estudio es hacia el tratamiento de Malassezia pachydermatis, es importante señalar que la técnica citológica utilizada para el diagnóstico de la presencia de la levadura y posterior evaluación del tratamiento, es utilizada principalmente por su sensibilidad pero su especificidad es cuestionable por tanto el uso de cultivos fúngicos es importante para identificar la especie correcta (Ochoa, 2006), esto plantea que existe la posibilidad de que en algunos casos la levadura presente en los caninos fuese Malassezia furfur en vez de Malassezia pachydermatis.

El diagnóstico de Malassezia así como los controles para evaluar la acción del tratamiento se realizó usando la técnica citológica con Cinta Adhesiva Doble Fas, ya que de acuerdo a lo expuesto por Moya (2006), esta técnica permite la recolección de un mayor número de Malassezias en relación a otras técnicas citológicas. Además permite la obtención de muestras en lugares de difícil acceso como pliegues cutáneos, espacios interdigitales y mucosas (Nobre, M. et al, 2000), además es un método accesible, rápido y económico de realizar obteniéndose mejores resultados en comparación a otras técnicas diagnosticas (Carlotti, 2001).

Si bien existen otras técnicas que consideran por ejemplo, el uso directo del portaobjeto o la utilización de tórulas de algodón, las cuales entre ellas se diferencian por una mayor o menor sensibilidad, ninguna ha sido aceptada como técnica estándar y la elección de una técnica u otra se basa más bien en las características propias de cada estudio (Cafarchia. et. al, 2005).

La evaluación citológica se realizó con la aplicación previa de la tinción Diff Quick® que es una tinción rápida, de buena calidad y sugerida por diversos autores, esta tinción aportó un buen detalle y diferenciación celular, un detalle nuclear aceptable y permitió además una tinción adecuada de las levaduras, tal como ha sido descrito por Ellis (2007).

En esta investigación no se realizó distinción entre edad ni sexo, en relación a la presencia patológica de Malassezia pachydermatis puesto que según Carlotti (2001), Girao (2006) y otros autores estos no son factores predisponentes en la ocurrencia de dermatitis por Malassezia.

En los pacientes evaluados y posteriormente diagnosticados se pudo observar como signos clínicos principalmente prurito, olor desagradable, eritema. Muse (2001), Carlotti (2001), y muchos otros autores establecen y describen como signos clínicos de Malassezia pachydermatis principalmente prurito, olor desagradable, eritema, pápulas, hiperpigmentación y alopecia.

La identificación de Malassezia pachydermatis estuvo basada en la descripción morfológica descrita por Carlotti (2001), Girao (2006), Giusiano (2006) y otros, en donde describen que esta posee forma oval o típica de maní esto debido a la gemación unipolar de las células hijas en un sitio de la pared celular.

Las zonas evaluadas en esta investigación, corresponden a las zonas con mayor frecuencia de presentación de Malassezia, puesto que según Outbridge (2006) son estas las que poseen las características de humedad y nutrición necesarias para un mayor crecimiento de la levadura.

Muse (2001), Outbridge (2006), y otros autores señalan que Malassezia pachydermatis es un comensal habitual de la piel, tanto en caninos sanos como con patologías dermatológicas, por tanto su eliminación completa por un período prolongado es compleja.

Antes de realizar los baños con el producto, se realizó un baño con shampoo hipoalergénico, puesto que su uso disminuye la cantidad de shampoo terapéutico necesario, además según Bonagura (2001) esto facilita la aplicación profunda del producto terapéutico y se elimina la capa de grasa y suciedad adherida en la piel.

Los baños con Bifonazol 1% shampoo incluyeron un enjuague a los 15 minutos de haber sido aplicado el shampoo, ya que según Melman (1994) y otros autores, es necesario que el producto permanezca en la piel durante este período para obtener una mejor respuesta frente al tratamiento y lograr una concentración mínima inhibitoria óptima que permita un mayor efecto residual.

La periodicidad con la que se realizaron los baños fue cada 3 días, es decir 2 veces a la semana, lo que concuerda con lo dicho por Carlotti (2001) y Lujan (2006) en donde plantea que los tratamientos tópicos inicialmente se realizan de 2 a 3 veces por semanas por 2 semanas con el fin de normalizar los procesos de queratinización y luego se disminuye la frecuencia a 1 baño por semana obteniendo buenos resultados.

En base a los resultados obtenidos en el presente estudio se puede señalar que la terapia tópica con el uso de Bifonazol 1% shampoo por si solo es suficiente para el control de Malassezia pachydermatis evitando los efectos hepatotóxicos que genera la terapia sistémica lo cual contrasta con lo descrito por Muse (2001), y muchos otros autores los cuales aseguran que la terapia tópica debe acompañarse necesariamente del uso de antimicóticos sistémicos.
El tratamiento con Bifonazol 1% shampoo tuvo excelentes resultados, esto tiene relación con lo planteado por Outbridge (2006), en donde afirma que Malassezia pachydermatis es altamente sensibles a la terapia tópica basada en productos azólicos. Además Carrillo (1995) asegura que por su reducida solubilidad en agua, hace que la eficacia esté relacionada con el elevado tiempo de retención cutánea y su biodisponibilidad tópica unido a la buena tolerancia que este antimicótico presenta.

4.2.2. Discusión de valores obtenidos

La respuesta al tratamiento experimentada por los pacientes en términos globales, en especial entre los días 1 y 7, es indicativo que la concentración utilizada de Bifonazol al 1% es la adecuada para el tratamiento de Malassezia pachydermatis, esto concuerda con lo señalado por Letelier (2006) en donde se indica Concentraciones Mínimas Inhibitorias (CMI) entre 4gr/ml a 20 gr/ml serían las indicadas para el tratamiento de patologías producidas por levaduras.

Al observar el comportamiento de los gráficos se evidencia que en la primera mitad del tratamiento es donde ocurre la mayor disminución de Malassezia pachydermatis por campo (entre un 46,10% y un 89,07% según la zona), observando un promedio general de 4,77 Malassezias por campo al día 7 de tratamiento, mientras que en la segunda mitad del tratamiento la disminución en la cantidad de levaduras fue notoriamente menor (12,5%) observando un promedio de 2,94 Malassezias por campo de observación. Esto se explica por el hecho que al día 7 se registran valores cercanos a los valores de normalidad para la presencia de Malassezia pachydermatis en piel, según los valores indicados por Larson (1998), además es importante considerar que Malassezia pachydermatis constituye parte de la flora normal de la piel de caninos y por tanto no puede ser completamente eliminada, tal como lo señala Muse (2001).

En una cantidad importante de casos (pacientes Nº 2,5,6,19,20,26,31) que corresponde al 20% de los casos, el Bifonazol al 1% shampoo logró reducir de manera significativa la presencia de Malassezia pachydermatis luego de tan solo una semana de tratamiento pasando de un estado crítico a un estado de normalidad (ver gráficos 7 y 8), esto se correlaciona con lo señalado por Sumenshine (1998) en cuanto a que el Bifonazol de uso tópico puede conseguir resultados rápidos entre 1 a 2 semanas.

En el caso de los pacientes Nº 22, 27 y 28 el tratamiento no fue suficiente para alcanzar un estado de normalidad después de 15 días de aplicación del producto en los intervalos establecidos en este estudio, estos pacientes presentaban afecciones bacterianas de la piel en concomitancia con Malassezia pachydermatis con una inmunosupresión evidente y trastornos en la queratinización lo que influye negativamente en la respuesta al tratamiento (Muse, 2001). Es en estos casos que se sugiere prolongar el tratamiento durante una o dos semanas adicionales (Alvarez, 2006) y a la vez tratar los factores predisponentes que favorecen el crecimiento excesivo de la levadura (Carlotti, 2001).

En términos generales los baños se realizaron con la frecuencia indicada (cada 3 días), a excepción de los casos Nº 13 y 18 en donde la frecuencia de baños se prolongó por más de 3 días entre un baño y otro en especial después del día 7 de tratamiento. Es importante considerar que el tiempo de acción en piel del Bifonazol va de 36 a 48 horas desde su aplicación (Álvarez, 2006) por tanto prolongar el intervalo de aplicación del producto incide directamente en los resultados.

En el caso de la paciente Nº 12 se evidencia una situación muy particular, en donde al día 7 de tratamiento se observó un incremento en la cantidad de Malassezia pachydermatis por campo en comparación al día 1, esta situación podría estar asociada a fallas en la técnica citológica principalmente en el procedimiento de fijación por calor o flameo, puesto que si este no se realiza en forma adecuada se perderían capas de células de las muestras durante el proceso de tinción, almacenamiento y traslado (Zambrano, 2003).

De todas las zonas evaluadas la región abdominal es la que evidenció la menor respuesta al tratamiento (ver gráficos 2, 3, 4 y 5), obteniendo una media de 4,29 Malassezia pachydermatis por campo al día 15 de tratamiento, sin embargo las gráficas muestran que se mantiene la tendencia global, con una efectividad del producto durante el período de tratamiento en esta zona de un 74,3% basados en la disminución de la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo evaluada a los días 7 y 15 de tratamiento. Esta menor efectividad puede estar relacionada con el echo que Malassezia pachydermatis tiene una mayor presencia en la zona abdominal, en comparación a otras regiones, por la mayor cantidad de sebo, nivel de humedad y pliegues existentes que favorecen el desarrollo de la levadura (Moya, 2006).

5. CONCLUSIONES

Ø Se puede concluir que los objetivos propuestos en este estudio se alcanzaron de forma satisfactoria, dado que se pudo comprobar la acción del Bifonazol 1% shampoo basándose en la disminución de la cantidad promedio de Malassezia pachydermatis por campo de observación durante 15 días de tratamiento.

Ø La aplicación tópica del Bifonazol 1% shampoo posee una serie de ventajas tales como ausencia de interferencias con el uso de otros medicamentos orales o parenterales, presenta menos efectos secundarios e interacciones farmacológicas, que sí pueden aparecer con el uso de antifúngicos orales.

Ø Para el correcto diagnostico de Malassezia pachydermatis es necesario realizar un examen clínico exhaustivo, siendo muy importante la anamnesis realizada por el Médico Veterinario, puesto que existen un sinnúmero de factores predisponentes para la presentación de esta levadura. El examen clínico se debe complementar con la técnica citológica utilizada en esta investigación, que es la utilización de Cinta adhesiva doble fas para asegurar la recolección de un mayor número de Malassezia sp., siendo esta una técnica sencilla y económica de realizar.



Ø Es importante considerar para mayor efectividad y seguridad de que los baños se realicen en forma adecuada, estén bajo la supervisión de un Médico Veterinario.

Ø La terapia con Bifonazol 1% shampoo tuvo muy buenos resultados, puesto que Malassezia pachydermatis es altamente sensible a los productos tópicos con derivados azólicos.

Ø El Bifonazol 1% shampoo, es una buena elección como tratamiento para este tipo de levaduras, porque además de tener propiedades fungicidas, tiene efecto antinflamatorio que puede contribuir al alivio de la sintomatología clínica de los pacientes que cursan patologías dermatológicas asociadas a Malassezia pachydermatis.

Ø Se sugiere realizar cultivos fúngicos como método de apoyo para determinar con mayor precisión la especie de Malassezia sp. a tratar.
6. BIBLIOGRAFÍA


ÁLVAREZ, ALEJANDRO.2006. Apuntes antifúngicos. Catedrático Universidad de Chile clase Farmacoquímica y Análisis de Medicamentos. Facultad de Ciencias Químicas y Farmaceuticas.

BIBLIOMED.COM. 2000. Bifonazol antimicótico de uso tópico. Disponible en: (http://www.bibliomed.com/vademecum/products.cfm?id=4427). 16/04/2007

BONAGURA, J. 2001. Kirk Terapéutica veterinaria de pequeños animales XIII. Vol. I Madrid, España. McGraw-Hill, Interamericana. 633 p.

CANTEROS, C. 2000. Malassezia versus Pytirosporum un nuevo papel en patogenia de un viejo agente. Departamento de Micología, INEI, ANLIS. Disponible en: (http://www.drwebsa.com.ar/aam/bol139/malassezia.htm). 13/04/2007

CARFACHIA, C., GALLO, S., ROMITO, et al 2005. Frequence, body distribution, and population size of Malassezia species in healthy dogs and in dogs with localized cutaneous lesions. J. Vet. Diagn. Invest. 17, 316–322 p.



CARLOTTI D.N. 2001. Malassezia dermatitis in the dog. World small animal veterinary association, world congress Vancouver 2001. pp 96.

CARRILLO, ALFONSO. 1995. Antifúngicos tópicos en micosis superficiales
Dep. Microbiología-Mitología. A.C.I.A. Barcelona.

ELLIS, ROY. IHCWORLD. 2007. Methods and technyques for histologics and inmunohistochemist. Disponible en:
(http://www.ihcworld.com/_protocols/special_stains/diff_quick_ellis.htm) 13/05/207

FlOREZ, JESUS.1997. Farmacología. Cuarta edición. Editorial Masson, Barcelona España 1201-1204-1211-1300 p.

GARCÍA, NUÑEZ, ZAMBRANO. 2003. Guía laboratorio microbiología. Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Las Américas. Chile. 111 p.

GIRÂO M.D., PRADO M.R., BRILHANTE R.S.N, et al. 2006. Malassezia pachydermatis isolated from normal and diseased external ear Canals in dog: a comparative analysis. The Veterinary Journal (172) p.p. 544-548.

GIUSIANO, Gustavo E. 2006. Malassezia: Current knowledge and study perspectives. Rev. Argent. Microbiol., Jan./Mar. 2006, vol.38, no.1, p.41-48. ISBN 0325-7541.

GOODMAN y GILMAN. 2003. Bases de la Farmacología Terapéutica. Novena edición,Editorial Mc Graw-Hill México 309-311-313 p.

GUERRA Y CORRALES. 2004. Incidencia de Malassezia pachydermatis en procesos dermatologicos caninos. Disponible en: http://www.veterinaria.org/revistas/redvet/n121204.html (24/03/2007).

HERNANDEZ, J. 2005. Caracterización molecular de especies del genero Malassezia. Cabañes F.; Castellá G. Barcelona, España. Universitat Autònoma de Barcelona. 140 p.

JACK, C. 2005. Guía de Medicina Veterinaria, Mc Graw Hill 663 p.

LARSON (C.E.), LARSON (M.H.M.A), AMARAL (R.C) et coll. 1998. Dermatitis in dogs caused by Malassezia pachydermatis. ARS. Vet, 4, 63-68 p.

LETELIER, Mª EUGENIA. 2006. Apuntes antifungicos. Catedrática Universidad de Chile. Clase Farmacología II. Facultad de Ciencias Químicas y Farmaceuticas.

LINARES, M.J. y SOLIS, F. 2001. Identificación de levaduras. Revista Iberoamericana de Micología. Asociación Española de Micología. 18 p.

MAESTRE, R. 2001 Ventajas y desventajas de los antifúngicos de uso tópico. Departamento de Microbiología, Hospital del Aire, Universidad Complutense, Madrid.
MANUAL MERCK DE VETERINARIA 5º edición. 2000. Editorial Océano. 2558 páginas

MARCON M. y POWELL D. 1992 Human infection due to Malassezia spp. Clinical Microbiology reviews, abril 1992. Volumen 5, Número 2. p.p. 101-119.

MELMAN, STEVEN. 1994, Skin Diseases of Dogs and Cats: A Guide for Pet Owners and Professionals (Paperback).Terapia con shampoo. Disponible en:
(http://www.biovetsa.com/terapiashampoo.html). (28/05/2007)

MULLER, G.; KIRK, R.; SCOTT, D.; MILLER, W.; GRIFFIN, C., 1997. Dermatología en pequeños animales. 5ª Edición, Intermedica.1349 p.

MUSE, R. 2001. Dermatitis por Malassezia. En Bonagura, J. Krk Terapêutica veterinária de pequeños animales XIII. Madrid, Espana. McGraw-Hill, Interamericana. 612-615p

NARDONI, SIMONA .2006. Occurrence, distribution and population size of Malassezia
pachydermatis on skin and mucosae of atopic dogs. Elsevier 2006

NOBRE, M.; NASCENTE, P. y MEIRELES, M., 2000. Primer simpósio Brasileiro sobre Micoses Animais Compilado, Brazil, 21-26 p cap2.




OCHOA, MARKELA. 2006. Estudio de las especis de Malassezia relacionadas con la patología cutánea pitiriasis versicolor en Panama. Universidad de Granada. Departamento de Microbiología.

OMODO-ELUK et al. 2003. Comparison of Two Sampling Techniques for the Detection of Malassezia pachydermatis on the Skin of Dogs with Chronic Dermatitis. The Veterinary Journal, 165. pp. 119-124.

OUTBRIDGE, CATHERINE A. 2006. Micologic disorders of the skin. Elsevier 2006 7p.

PEREZ, R., 1992. Sociedad de Médicos Veterinarios especialistas en pequeños animales. Cap. 1. 1ª Edición, Multimagen. 94 p.

REJAS, J. 2004. Dermatopatías: Animales de Compañía. Disponible en: http://www3.unileon.es/personal/wwdmvjrl/dermatopatias/malassezia.htm. (28/02/2007)

RUIZ, J.2005. Propedéutica dermatológica veterinaria. Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Granma, Cuba. Disponible en: http://www.monografias.com/trabajos20/dermatologia-veterinaria/dermatologia-veterinaria.shtml. (4/03/2007)


SUMENSHINE P.J. 1998.Tinea versicolor. 37. pp. 648-655.

VALSECIA, MABEL, 2004. Antimicóticos, Farmacología. Disponible en:
(http://med.unne.edu.ar/catedras/farmacologia/clas4to/35_antimicoticos.pdf). 22/05/2007

VIZCARRONDO, MILAGROS, 2001. Uso del microscopio. Disponible en:
(http://www.ucv.ve/Farmacia/Micro_web/Catedras02/usodelmicro.pdf). 22/05/2007

EVALUACIÓN TERAPEÚTICA EN CANINOS CON OTITIS EXTERNA

EVALUACIÓN TERAPEÚTICA EN CANINOS CON OTITIS EXTERNA



Autor:
Dr. Marcelo Contreras M.V.
Dr. Claudio Simón C. MVDiplomado Medicina Pequeños animales Universidad De ChilePasantía en Dermatología Universidad de Sao Paulo Brasil.Clínica Veterinaria Full Animals.clausimon@fullanimals.clSantiago Chile, 2008

RESUMEN
La otitis externa es una enfermedad frecuente en caninos, donde podemos se distinguen tres factores que actúan en ella; primarios, predisponentes y perpetuantes. En ellos podemos diferenciar las causas de la enfermedad ótica.

En el presente trabajo se realizó el estudio de un protocolo para caninos con otitis externa; para lo cual se emplearon 20 caninos con diagnostico de otitis externa sin ruptura o perforación de la membrana timpánica. Estos fueron tratados dos veces al día por 15 días y monitoreados los día 1, 7 y 15 del tratamiento. El protocolo que contiene Ácido salicílico 2%, Clorhexidina 3%, DMSO 40% en gel base 15gr. Presenta características especiales que lo hacen útil para esta patología y no han sido utilizados anteriormente.

El estudio se llevó a cabo en Santiago, comuna de Recoleta, en la Clínica Veterinaria Full Animals desde Agosto a Diciembre del año 2006, donde se realizaron los diagnósticos, conteos de microorganismos y controles de tratamiento.

Los agentes patógenos que fueron identificados son: Cocos, Bacilos y Malassezia Pachydermatis; estos se encontraron aumentados en todos los casos. La evaluación macroscópica no demostró mayores diferencias entre los pacientes estudiados.

Los resultados obtenidos favorables fueron de un 85% en donde se observó microscópicamente una disminución de los microorganismos y macroscópicamente una normalización de la piel del pabellón y conducto auditivo, disminución de cerumen y alivio del prurito, entre otros.

La finalidad de este estudio es la obtención de un tratamiento para la otitis externa sin perforación de tímpano y de curso agudo, con proliferación de microorganismos y con factor primario conocido.






1.0 INTRODUCCION

La Dermatología Veterinaria es una ciencia practicada dentro de la Patología Médica. Existen referencias que desde el año 200 a.c., cuando ya se recomendaba la aplicación de aceite de oliva y vino tinto en la terapéutica de la sarna en borregas. Este tipo de protocolo asociando vegetales permitió la realización de los primeros baños terapéuticos. La utilización de aceites vegetales hasta el azufre, han logrado entregar un éxito terapéutico en el tratamiento dermatológico de los pacientes (www.sbdv.com.br, 2006).

La piel es el mayor órgano del cuerpo. Actúa como barrera protectora que aísla al organismo del medio que le rodea, protegiéndole y contribuyendo a mantener íntegras sus estructuras, al tiempo que actúa como sistema de comunicación con el entorno. Consta de tres estratos o capas principales que, de superficie a profundidad, son: Epidermis, Dermis y Hipodermis (www.wikipedia.org, 2006).

La piel reacciona con las estructuras subyacentes y otros sistemas del organismo, esta manifiesta estados fisiológicos generales por lo cual se comporta como un indicador de muchas afecciones sistémicas tales como infecciones, endocrinopatías y deficiencias nutricionales. Por lo tanto el desarrollo de lesiones cutáneas depende de factores locales y sistémicos, constituyendo un gran porcentaje de los casos en la clínica de pequeños animales. El grosor de la piel varía según la especie y según el sitio del cuerpo donde esté ubicada (www.seleccionesveterinarias.com, 2006).

La piel que recubre el conducto auditivo es una " extensión " y se continúa al pabellón auricular, en su lado externo presenta iguales características que la piel normal del canino y en su lado interno la piel que recubre la superficie cóncava del pabellón auricular, guarda una conexión estrecha con el cartílago auricular subyacente. En el oído, el conducto auditivo esta recubierto por piel que contiene glándulas sebáceas, ceruminosas y folículos pilosos (Gotthelf, 2001).

El Oído, es el órgano encargado de percibir el sonido y mantener el equilibrio. Éste se encuentra compuesto por oído externo, oído medio y oído interno (www.riie.com.es, 2006).

Las otitis, por tanto, también pueden ser tres: otitis externa, media e interna. Las otitis externas son producto de una inflamación y/o infección del conducto auditivo externo lo que produce dolor en el animal y trae consecuencias secundarias por lo mismo (Fossum, 2004).

El objetivo de este trabajo es valorar la eficacia terapéutica de un tratamiento utilizado para el control de la otitis externa en caninos, causada por microorganismos patógenos y, de este modo, contribuir con el mejoramiento del tratamiento de esta enfermedad, que es tan común.






1.1 Objetivo General

Valorar la eficacia terapéutica de un tratamiento utilizado para el control de la otitis externa en caninos causada por microorganismos patógenos.

1.2 Objetivos Específicos

Evaluar microscópicamente la presencia y resistencia de los microorganismos patógenos del conducto auditivo externo con el uso de un protocolo terapéutico en base a Dimetil sulfóxido (DMSO) al 40%, Clorhexidina al 3% y Ácido Salicílico al 2%, en gel base 15gr. c.s.p.



2.0 REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

2.1 Piel

La piel es el órgano más extenso del cuerpo y la barrera anatómica y fisiológica entre el animal y el ambiente. Aporta protección contra el daño físico, químico y microbiológico y sus componentes sensorios perciben el calor, frío, prurito, tacto y presión. Además, la piel es sinérgica con los sistemas orgánicos internos y por ello refleja los procesos patológicos que son primarios en otras regiones o compartidos con otros tejidos. La piel no sólo es un órgano con sus propios patrones de reacción, sino que también un espejo que pone de manifiesto el medio ambiente interior y exterior. La estructura de la piel consta de epidermis, dermis, tejido subcutáneo y estructuras anexas (folículo piloso, pelo, glándulas sebáceas y sudoríparas) (Muller y KirK´s, 1997).

En referencia al oído, la piel normal del conducto auditivo debe tener un color rojo brillante con pequeños vasos sanguíneos superficiales visibles. Las pequeñas cantidades de cerumen que recubren el epitelio confieren a la superficie un aspecto brillante. El cerumen es un componente normal del oído sano y sólo se considera patológico cuando es excesivo. Es común hallar pelos a lo largo del conducto auditivo, siendo más numerosos en la porción vertical de este (Gotthelf, 2001).


Figura 2.1.1 Esquema de la estructura general de la dermis (www.filipino-directory.com)


2.2 Oído

Los componentes anatómicos básicos del oído canino son:

· Aurícula o pabellón auricular.
· Conducto auditivo externo ( conducto auditivo horizontal).
· Conducto vertical (Oído medio).
· Oído interno.




Figura 2.2.1 Estructura del conducto auditivo (Gotthelf, 2001)


2.2.2 Estructura del oído externo

El conducto auditivo canino presenta una curvatura suave de alrededor de 75 grados entre la porción vertical y la horizontal del conducto externo (Gotthelf, 2001).

El oído externo está formado por tres cartílagos elásticos: anular, escutiforme y auricular. Los cartílagos anular y auricular forman el conducto auditivo externo y el cartílago auricular se expande para formar el pabellón de la oreja. El cartílago escutiforme descansa en posición medial respecto al cartílago auricular dentro de los músculos auriculares que se insertan en la cabeza (Popesko, 1998).


Los cartílagos relacionados con el oído externo son tres:

El cartílago auricular determina la forma de la oreja. En su base presenta una escotadura llamada Escotadura Intertrágica (Gotthelf, 2001).

El cartílago anular rodea al meato acústico externo, no está completamente cerrado sino que forma tres cuartas partes del anillo y forma, junto al cartílago auricular en su porción posterior, la porción cartilaginosa del conducto auditivo externo (Gotthelf, 2001).

El cartílago Escutiforme es una lámina cuadrilátera auricular que se asienta sobre el músculo temporal, rostral a la base del cartílago auricular. Este cartílago sirve de inserción para los músculos auriculares y permite el movimiento del pabellón auricular (Gotthelf, 2001).


2.2.2.1 Pabellón Auricular

El pabellón auricular de la oreja es una estructura muy visible. Su tamaño es característica específica de cada raza canina. La forma y el tamaño del oído externo presentan importantes variaciones entre las diferentes razas caninas, en especial el cartílago auricular que conforma el esqueleto del pabellón auricular. Cumple la función de localizar y recoger las ondas de sonido para transmitirlas a la membrana timpánica (tímpano). El movimiento del pabellón auricular está dado por la acción de tres grupos de músculos (rostral, ventral y caudal) inervados por ramas del nervio facial (nervio o par craneano VII) (Gotthelf, 2001).

El pabellón auricular del oído externo, que tiene forma de hoja, es amplio y cuenta con un margen medial (rostral) y lateral (caudal). El margen caudal exhibe una bolsa cutánea conocida como bolsa marginal, que no cumple una función evidente. La piel que recubre la superficie cóncava del pabellón auricular guarda una conexión estrecha con el cartílago auricular subyacente, lo cual acentúa todas las prominencias auriculares. La piel que recubre el cartílago auricular puede tener la pigmentación específica de la raza. (Gotthelf, 2001).

2.2.2.2 Glándulas y el cerumen

El conducto auditivo se encuentra recubierto por piel que contiene glándulas sebáceas y ceruminosas y, también, folículos pilosos. Las ceruminosas son glándulas sudoríparas tubulares apocrinas modificadas. Las secreciones combinadas de las glándulas sebáceas y ceruminosas forman la cera ósea (cerumen) (Gotthelf, 2001).

El cerumen es la cera que segregan los oídos. Se trata de una sustancia viscosa que tiene ciertos componentes químicos, entre los que destacan el colesterol, ácidos grasos y ceramida que recogen la suciedad y mantiene limpio el canal auditivo externo, protegiéndolo de infecciones. También la cera protege al oído evitando que proliferen ciertas bacterias, hongos y la entrada de polvo (www.wikipedia.org, 2006).

La mucosa interna presenta crestas mucosas y una gran cantidad de glándulas sebáceas y glándulas productoras de cerumen, parcialmente cubiertas por pelos finos. La parte ósea del conducto no presenta pelos (Gotthelf, 2001).

El conducto auditivo externo está separado de la cavidad del oído medio por la membrana timpánica semitransparente (Gotthelf, 2001).

2.2.3 membrana timpánica

La membrana timpánica recibe también el nombre de tímpano. Éste separa el oído externo del oído medio. Cuando las ondas sonoras alcanzan la membrana timpánica hacen que la membrana vibre. Estas vibraciones son transferidas posteriormente a los huesecillos en el oído medio. Los huesos del oído medio transfieren las señales vibratorias al oído interno. La membrana timpánica está compuesta de una membrana delgada de tejido conectivo cubierta por piel en la parte externa y por mucosa en la superficie interna (www.nlm.nih.gov, 2004)




2.2.4 Estructura del oído medio
En el oído medio encontraremos la cavidad timpánica, huesos auditivos y trompa de Eustaquio (Popesko, 1998).

2.2.5 Estructura del oído interno

El oído interno, o laberinto, se encuentra en el interior del hueso temporal que contiene los órganos auditivos y del equilibrio, que están inervados por los filamentos del nervio auditivo. Está separado del oído medio por la fenestra ovalis, o ventana oval. El oído interno está constituido por una serie de cavidades óseas, comunicadas entre sí, constituyendo el laberinto óseo; a su vez, dentro de estas cavidades óseas existen otras cavidades membranosas que constituyen el laberinto membranoso, el cual está lleno de un líquido denominado endolinfa. Morfológicamente podemos diferenciar en el oído interno tres partes: cóclea o caracol, vestíbulo y tres canales semicirculares (Gotthelf, 2001).

2.3 Patogénesis y manejo clínico de la otitis externa en caninos.

La Otitis Externa es uno de los motivos más frecuentes de consulta veterinaria. Los casos agudos de otitis externa pueden ser extremadamente dolorosos para el animal. Los casos crónicos de otitis externa no son sólo dolorosos para el animal, sino que también frustrantes para el veterinario y el propietario. Un correcto diagnóstico y tratamiento de la otitis externa requiere de un adecuado conocimiento de la anatomía del oído y de todos los factores que pueden contribuir a la presentación de la patología (Harvey y McKeever, 2006).
La Otitis Crónica Externa es una patología compleja, con una etiología multifactorial. Los factores etiológicos se clasifican de la siguiente manera (Ihrke, 2002):
• Factores Primarios
• Factores Predisponentes
• Factores Perpetuantes

2.3.1 Factores Primarios
Éstos inducen directamente un cuadro de otitis externa. Los factores internos o externos producen inflamación del epitelio que recubre al conducto auditivo. Cuando sea posible la corrección o tratamiento de este factor primario, resultará la resolución de la enfermedad ótica. Dentro de estos factores primarios se encuentan: parásitos, cuerpos extraños, enfermedades alérgicas, desórdenes de la queratinización y enfermedades autoinmunes (Bond; Ferguson et al, 1996).

2.3.2 Factores Predisponentes
Estos alteran el microclima del canal auditivo y predisponen a enfermedades por oportunistas secundarios, entre los factores predisponentes podemos encontrar: alteraciones anatómicas del conducto auditivo, tratamientos inadecuados, patologías obstructivas. La conformación del canal auditivo predispone a los animales a generar problemas óticos debido a que la humedad, exudados y restos celulares tienden a ser atrapados en el canal auditivo. Este efecto anatómico es más evidente en aquellas razas con orejas largas y pendulosas, además por la presencia de pelos en el canal auditivo. Ej: Cocker Spaniels, Springer Spaniels, Labradores, Basset Hounds, Beagles, Poodles (Morris y Olivier et al, 1998).

La limpieza y secado incorrecto del canal auditivo favorece la presentación de problemas. La humedad puede macerar el epitelio predisponiendo a la inflamación. La realización de limpiezas con tórulas de algodón provoca traumas, además de la posibilidad de arrastrar cuerpos extraños al interior del canal auditivo (Morris y Rosser, 1998).

2.3.3 Factores Perpetuantes
Por si sólos no generan la patología, pero sí la agravan y, de esta manera, se vuelven crónicas ej: bacterias, levaduras, otitis media y cambios patológicos progresivos (Mason y Evans, 1991).
Un canal auditivo normal contiene tanto bacterias como levaduras en número reducido, cuando el microclima del canal es alterado o las barreras protectivas del epitelio han sido sobrepasadas, estos microorganismos proliferan y colonizan el canal agravando la otitis. Las bacterias que se pueden aislar de un oído sano incluyen Staphylococcus aureus, Staphylococcus intermedius, Streptoccoccus sp., Bacillus sp. y Corynebacterum sp. Las bacterias más comunes de encontrar en un oído con otitis son: Staphylococcus intermedius, Staphylococcus aureus, Proteus sp., Escherichia coli, Pseudomona aeruginosa las ultimas dos son más comúnmente aisladas a partir de cuadros de otitis crónicas y de pacientes que han sido sometidos a largas terapias con antimicrobianos (Mason y Evans, 1991).

Para el manejo y diagnóstico de la Otitis Externa, debe llevarse a cabo una completa anamnesis y examen dermatológico. Los factores primarios, predisponentes y perpetuantes deben ser identificados y corregidos. El examen otoscópico debe evaluar apariencia, eritema, hiperplasia, presencia de exudado (color y cantidad) y estado de la membrana timpánica. En varias ocasiones se hace necesario administrar tranquilizantes y es necesario someter al paciente a anestesia general para realizar una adecuada evaluación otoscópica (Mason y Stewart, 1993).
Se debe realizar examen citológico de exudados y secreciones óticas cuando sea necesario con el objeto de instaurar la terapia adecuada para cada caso. Un cultivo bacteriano y estudio de sensibilidad in vitro pueden ser necesarios en aquellos casos en que a pesar de un tratamiento, el cuadro no evoluciona satisfactoriamente, o en los casos en que se sospecha de una otitis media (otitis externa recurrente o cuando la membrana timpánica se observa anormal o perforada). (Mason y Stewart, 1993).

La mayoría de los cuadros de otitis externa requerirán de la aplicación de soluciones limpiadoras y ceruminolíticas día por medio o cada tres días en la casa para favorecer la acción terapéutica de los medicamentos usados diariamente. En cuadros en que el uso de la medicación tópica no sea suficiente, será necesaria la administración sistémica de medicamentos. (Mason y Stewart, 1993).

El uso de corticoides de corta acción se hace necesario en aquellos casos en que la otitis tiene como patología subyacente una reacción de hipersensibilidad local, como en el caso de la Atopia y Alergia alimentaria. En general los antibióticos contenidos en las preparaciones comerciales son capaces de resolver la gran mayoría de las otitis (Bonagura, 2001).

Malassezia Pachydermatis es la principal levadura involucrada en otitis. Si esta levadura es identificada se debe seleccionar una preparación apropiada. En casos resistentes, el uso tópico de Ketoconazol 2% debe ser considerado. (Morris y Olivier et al, 1998).

2.4 Malassezia Pachydermatis
La Malassezia Pachydermatis (Pytirosporum canis) es una levadura comensal lipofílica que frecuentemente se aísla del canal auditivo externo y de la piel de perros sanos. Hay factores cutáneos o inmunológicos que permiten su multiplicación y el desarrollo de su patogenicidad. Estos hechos se conocen desde los años setenta (www.scielo.cl, 2003)





2.4.1 Etiología

El género Malassezia incluye seis especies de levaduras lipodependientes y la Malassezia Pachydermatis es lipofílica, pero no lipodependiente. La reproducción de Malassezias es asexual con brote unipolar. Esto le da una forma típica (parecida a una huella). Su tamaño es pequeño (2 a 7 µm); ellas no forman pseudomicelos. Los cultivos que se desarrollan en el agar glucosado de Sabouraud son redondos, convexos, y amarillentos (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

Usando varias técnicas, muchos estudios han demostrado que Malassezia Pachydermatis es un componente de la flora cutánea normal del perro. Alrededor del 50% de los perros sanos son portadores de esta levadura. La respuesta del hospedador a las levaduras incluye mecanismos de defensa no específicos (fagocitosis por neutrófilos) así como mecanismos de defensa específicos. En estos últimos, las células de Langerhans presentan el antígeno que activa las células T. Estas células T se multiplican y producen linfoquinas que estimulan la fagocitosis por los macrófagos y la multiplicación de células basales epidérmicas. Esto lleva a la destrucción de las levaduras o a su remoción mecánica a través de la descamación (www.dermapet.com, 1997).




2.4.2 Patogenicidad
Las alteraciones del microclima cutáneo o de los mecanismos de defensa de hospedador permiten a la Malassezia Pachydermatis multiplicarse y volverse patogénicas. Los factores cutáneos que refuerzan la multiplicación de Malassezia incluyen:
Producción excesiva o modificación del sebo o cerumen.
Exceso de humedad.
Ruptura de la barrera epidérmica.
Pliegues cutáneos.
Estos cambios pueden deberse a causas subyacentes. Las siguientes son las más comunes:
Hipersensibilidad cutánea incluyendo Dermatitis atópica.
Piodermia.
Enfermedad parasitaria cutánea, particularmente Demodicosis.
Desórdenes endocrinos, particularmente Hipotiroidismo.
Desórdenes en la queratinización: Displasia epidérmica del West Highland White Terrier, Seborrea idiopática.
Tratamientos con glucocorticoides o antibióticos.

Las Malassezias producen muchas enzimas (lipasas y proteasas) que pueden contribuir a la inflamación cutánea a través de proteólisis, lipólisis (que altera la película lipídica cutánea), cambios del pH cutáneo, liberación de eicosanoides y activación del complemento. Además, se ha demostrado que Malassezia Pachydermatis puede jugar un papel alergénico. En aproximadamente un tercio de los perros con “dermatitis seborreica", la prueba de la piel con un extracto de Malassezia muestra reacciones de hipersensibilidad inmediatas. Los niveles de IgG específicos son mayores en los perros con dermatitis por Malassezia que en los perros normales. Hay niveles superiores de IgG específica en los perros atópicos (con o sin dermatitis por Malassezias coexistente) que en los perros no atópicos con dermatitis por Malassezias o en perros normales. Los perros con dermatitis atópica y dermatitis por Malassezias tienen un alto nivel de IgE específica, mientras que los perros atópicos tienen un nivel bajo y los perros normales no tienen ninguna IgE específica (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

Fotografía 2.4.2 Otitis externa producida por Malassezia Pachydermatis (Juan Rejas López, www3.unileon.es)


2.4.3 Epidemiología
No hay ninguna predilección por edad o sexo. Algunas razas están predispuestas a las dermatitis por Malassezia: West Highland White Terrier, Basset Hound, Dachshund, Cocker Spaniel, Poodle, Pastor alemán, Collies, Shetland, Jack Russell Terrier, Silky Terrier, Australian Terrier, Springer Spaniel y Shar Pei. La dermatitis por Malassezias es a menudo estacional (desde finales de primavera a principios de otoño, que es el momento en el que se diagnostican a menudo las dermatitis alérgicas). Puede persistir durante el invierno. No hay ninguna indicación que la dermatitis por Malassezias sea contagiosa (www3.unileon.es, 2003).

2.4.4 Signos clínicos
El prurito está siempre presente y es severo. Los animales se presentan con un fuerte olor a rancio. Al principio de la enfermedad, hay eritema localizado o difuso, pápulas y máculas eritematosas, y un desorden queratoseborreico con descamación, costras y alopecia con un aspecto grasiento de la piel y el pelo. Las lesiones secundarias como liquenificación e hiperpigmentación aparecen rápidamente a continuación de lo anterior. Por ejemplo, la dermatitis por Malassezias puede localizarse en la parte ventral del cuerpo (cuello, axilas, vientre y área inguinal), cara (pabellón auricular, labios, hocico), área perianal y miembros (antebrazos y caudal de muslos y pies). También puede generalizarse. No es raro observar una otitis externa coexistente. A veces se aprecia agrandamiento de los ganglios linfáticos, pero más a menudo no hay ningún signo general (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

2.4.5 Diagnóstico
El diagnóstico de la dermatitis por Malassezias se basa en la historia, el examen físico, métodos complementarios de diagnóstico apropiados para demostrar la presencia de Malassezias en la piel, la respuesta a la terapia específica y por descarte de otras dermatosis (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

El examen citológico puede mostrar las levaduras y permitir su semi-cuantificación. El resultado es inmediato usando un objetivo de inmersión después de teñir con azul láctico o, preferentemente, un método de tinción rápido. Pueden usarse varias técnicas citológicas:
1) improntas.
2) prueba de la cinta de acetato.
3) raspados.
4) hisopados.
Los métodos de improntas y sobre todos los de cinta de acetato parecen ser los más confiables. Deben reservarse los hisopados para el examen citológico del canal auditivo externo. El examen citológico mostrará células ovaladas o alargadas de 3 a 5 µm de diámetro, con un sólo brote polar típico (forma de huellas o cacahuetes). Las levaduras pueden estar adheridas a las escamas. No es rara una reacción supurativa. (www.dermapet.com, 2001).

Los cultivos fúngicos pueden mostrar la presencia de Malassezia en la piel de los perros. Para las muestras pueden usarse raíces de pelos, hisopados, placas de contacto o técnicas de remoción con detergentes. Los medios apropiados para el cultivo de Malassezia Pachydermatis son el agar glucosado de Sabouraud con cloranfenicol y cicloheximidina (qué mejora el crecimiento de la levadura) y el agar de Dixon modificado en el que crecen todas las especies de Malassezia. Dado que las levaduras son un componente normal de la flora cutánea del perro, un cultivo positivo tiene muy poco o ningún valor en sí mismo. Sin embargo, al igual que con otros agentes oportunistas, el número de colonias es quizás un indicio (esto es comparable con número de levaduras demostrado por examen citológico) (www.scielo.cl, 2003).

La histopatología cutánea a veces puede demostrar levaduras en la superficie de la epidermis y en los infundíbulos. Sin embargo, si no se las ve en la biopsia no se excluye su presencia. Los resultados falsos negativos pueden ser causados por una muestra de un área no infectada, pérdida del estrato córneo durante el procesamiento, etc. La histopatología cutánea es una técnica menos sensible que la citología. En cuanto a la citología, la presencia de las levaduras en la piel puede tener un significado inconstante dado que pueden descubrirse en perros normales y en perros con otras dermatosis. Por el contrario, el hallazgo de Malassezias dentro de los folículos pilosos podría indicar una real patogenicidad. (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

No son raros los signos de foliculitis bacteriana coexistente. Raramente, pueden observarse foliculitis y forunculosis asociados con la presencia de levaduras dentro de los folículos pilosos. (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

El desafío terapéutico es la mejor herramienta para confirmar que en cada caso particular las Malassezias comensales se ha vuelto patógenas, jugando un papel en el desarrollo de la dermatitis. (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

El diagnóstico diferencial incluye muchas dermatosis pruríticas con eritema, hiperpigmentación y seborrea incluyendo las enfermedades alérgicas de la piel, Foliculitis bacteriana, Demodicosis, Sarna, Farmacodermia, Acantosis nigricans idiopática, Linfoma epiteliotrópico y todas las causas de seborrea con inflamación cutánea. De hecho, los signos clínicos de las dermatitis por Malassezias son tan inconstantes que pueden imitar a muchas dermatosis. Además, la dermatitis por Malassezias es, a menudo, asociada con o incluso promovida por la mayoría de las dermatosis que están incluidas en sus diagnósticos diferenciales. (www.vetlatranquera.com.ar, 2001).

2.5 Cocos

Son bacterias de forma redondeada, cuyo tamaño en general, se sitúa entre 0.2 a 0.5 micra de diámetro. Se presenta aislada o formando colonias (figura 2.5.1). En cuanto a su cantidad y disposición los cocos se clasifican en (www.valerio.bio.br, 2006):
Diplococos, colonia de dos cocos.
Tétrada, colonia de cuatro cocos.
Sarcina, colonia cúbica de más de ocho cocos.
Estreptococos, colonia de cocos en línea.
Pneumococos, colonia de dos cocos en forma de flama de vela.
Estafilococos, colonia de cocos dispuestos como racimo.
Gonococos, colonia de dos cocos con forma reniforme (forma de riñón).



Figura 2.5.1 Esquema de tipos de cocos según su disposición (www.valerio.bio.br)


2.6 Bacilos
Son bacterias en forma de bastón, que miden en general de 1 a 15 micras (figura 2.6.1) (www.valerio.bio.br, 2006).
Los bacilos se dividen en (www.aulavirtual.usal.es, 2002):

Diplobacilos, colonia de dos bacilos juntos.
Estreptobacilos, colonia de bacilos en línea.
Cocobacilos, colonia de bacilos con forma semejante a la de los cocos pero más alargados.
Figura 2.6.1 A la izquierda se muestran los esquemas y a la derecha sus correspondientes fotografías. (a) Bacilos aislados. (b) Diplobacilos. En la foto se aprecian algunas parejas de bacilos unidos que sirven de ejemplo de diplobacilos (2.000x). (c) Estreptobacilos (2.000x). (d) Cocobacilos (20.000x). (www.aulavirtual.usal.es, 2002).

2.7 Fármacos
2.7.1 Clorhexidina
La Clorhexidina fue desarrollada en la década del 40 en Inglaterra y salió al mercado en 1954 como antiséptico para heridas de piel. Más adelante, el antiséptico empezó a utilizarse más ampliamente en medicina y cirugía. El uso en odontología, inicialmente fue para desinfección de la boca, a partir de 1970 gracias a los estudios realizados por Loe y Schiott, se popularizó el uso de la Clorhexidina como enjuague bucal, capaz de inhibir la neoformación de placa y el desarrollo de la gingivitis (www.encolombia.com, 2006).
2.7.1.2 Composición
Químicamente es: dihidroclorhidrato de 1,1-hexametilene bis [5-(p-clorofenil) binguanida]. Tiene reacción alcalina, es ligeramente soluble en agua y relativamente atóxico. La Clorhexidina es activa contra una variedad de bacterias Gram positivas y Gram negativas, además de otros microorganismos. No se inactiva apreciablemente por pequeñas cantidades de materia orgánica tales como leche, sangre, pus y líquidos celulares (Booth y McDonald., 1987).

2.7.1.3 Acción
La cantidad de antiséptico depende de la concentración utilizada. Su acción es el resultado de la absorción de Clorhexidina dentro de la pared celular de los microorganismos produciendo filtración de los componentes intracelulares. Produce daño en las barreras de permeabilidad en la pared celular, originando trastornos metabólicos de las bacterias, precipitación proteica en el citoplasma bacteriano, inactivando sus procesos reproductivos y vitales. A bajas concentraciones de Clorhexidina (1-2%), las sustancias de bajo peso molecular tales como potasio y fósforo se filtran ejerciendo un efecto bacteriostático. En altas concentraciones la Clorhexidina (3-5%) es bactericida causando precipitación del citoplasma bacteriano y muerte celular (www.encolombia.com, 2006).

La clorhexidina es utilizada corrientemente por vía tópica en medicina veterinaria. La clorhexidina es un potente bactericida, no es viricida y prácticamente no es afectada por los desechos orgánicos (sangre, pus, tejido necrosado, etc.), también es activa frente a los hongos. El Gluconato de clorhexidina tiene una manifesta actividad residual; aplicado a la superficie de la piel se une a la porción proteica del estrato córneo y no se elimina tratándolo con etanol. La absorción sistémica y la toxicidad de la clorhexidina son mínimas, pudiendo usarse como antimicrobiano eficaz en el tratamiento de las heridas de la piel, para regar los abscesos y como antiséptico (con frotación) prequirúrgico. Formando parte del shampoo se usa para tratar las piodermas bacterianas (Adams, 2001).
La actividad antibacteriana de la clorhexidina no es tan rápida como la de los alcoholes; sin embargo como solución acuosa al 0,1% tiene un poder destructivo bacteriano significativo después de transcurridos sólo 15 segundos. Además las soluciones de clorhexidina son las que poseen una acción residual más duradera, permaneciendo químicamente activas 5-6 horas y conservando su actividad en presencia de sangre y de otro material orgánico. Su disolución con suero salino fisiológico la precipita y su actividad es pH dependiente (Adams, 2001).

2.7.2 Dimetil sulfóxido (DMSO)
Descubierto por Saytzeff en 1866, el dimetil sulfóxido se obtiene como subproducto durante el procesamiento de pulpa de madera para la fabricación de papel (www.wikipedia.org, 2006).

El dimetil sulfóxido (dimetilsulfóxido, DMSO, CH3SOCH3) es un líquido orgánico sin color que contiene sulfuro, usado como solvente orgánico industrial a partir de 1940, como criopreservante a partir de 1961 y como un medicamento (reduce el dolor y la inflamación). Por su propiedad de atravesar rápidamente la epidermis y las membranas celulares el DMSO sirve también como acarreador de drogas o venenos (www.wikipedia.org, 2006).

Es una base hidrosoluble, que como su nombre lo indica, estas bases han perdido sus componentes lipídicos hidrofóbicos. Son demulcentes, compuesto principalmente de polímetros totalmente hidrosolubles y anhidros, no se hidrolizan fácilmente, no son grasosas, ni oclusivas, ni volátiles (Adams, 2001).

Se ha usado para tratar miles de afecciones dérmicas como otitis externa, quistes interdigitales, granulomas originados al lamerse los animales, quemaduras superficiales, injertos de piel, mordeduras de serpientes y como descongestionante de glándulas mamarias de perras en lactancia. También se han descrito en medicina veterinaria otros usos menos corrientes del DMSO, como bacteriostático, vasodilatador, fibrinolítico, antiinflamatorio, y produce un cierto grado de analgesia local. Produce un efecto térmico cuando se aplica directamente a la piel que podría causar cierta mitigación del dolor, tanto en la piel como en la musculatura y huesos subyacentes. El eritema pasajero que produce al administrarse tópicamente DMSO se debe a la liberación de histamina. Todos estos efectos son pasajeros y reversibles y generalmente no aumentan su gravedad tras múltiples tratamientos, lo que indica que no requiere suspender la medicación. A concentraciones mayores del 70% origina irritación cutánea (Adams, 2001)

Entre los posibles mecanismos por el cual el DMSO aumenta la absorción de muchos compuestos que se aplican tópicamente, se incluyen la elusión de los lípidos del estrato córneo y la deslaminación de la capa córnea por la tensión resultante de las contracorrientes del DMSO, muy interactivo en agua, y de esta última (Kurihara-bergstrom, et al., 1986) Sharata y Burnette (1988) comprobaron en la piel sin pelo de los ratones que el DMSO transformaba el contenido celular muy compacto del estrato córneo basal (queratina) en una red más suelta de haces filamentosos, lo que daba a lugar a una estructura intracelular mayormente porosa con un aumento en la superficie intracelular, lo que creyeron que podría incrementar el transporte percutáneo. Cualquiera que sea su mecanismo, se ha visto que el DMSO favorece la absorción percutánea de muchas sustancias, como el agua, hidrocortisona, ácido salicílico, muchos glucocorticoides y antibióticos, estradiol, hexaclorofeno, fenilbutazona y muchas otras sustancias administradas tópicamente (Adams, 2001).

2.7.2.1 Usos
Uno de los principales usos del DMSO es como antiinflamatorio aplicado localmente. Es útil en casos agudos de artritis, bursitis, diversas miositis y afecciones similares; además, tiene efectos analgésicos locales de origen poco conocido, aunque se sabe que disminuye los impulsos aferentes nerviosos que emanan del área. (Sumano H. y Ocampo L., 1997).

A una concentración del 90 % está autorizada por la FDA (food and drug administration) para el uso en caballos y perros. Tiene un uso clínico en perros y gatos, el DMSO se aplicó por primera vez en perros para el tratamiento de numerosos estados inflamatorios, es un fármaco particularmente beneficioso en el tratamiento de heridas traumáticas músculo- esqueléticas. También se emplea para tratar la contusión de la vena safena media que ocurre al girar a la izquierda mientras corre el perro galgo. La recuperación es más rápida cuando se usa en desordenes musculoesqueléticos y con menor incidencia a la formación de tejido de cicatrización. (Booth N y McDonald L, 1968).

Según Adams (1995), el uso de DMSO en la otitis aguda y crónica, produce un efecto antiinflamatorio y, por lo tanto, disminuye el dolor.

Uno de sus empleos es como disolvente de una gran cantidad de medicamentos, aunque en medicina humana disminuyó su uso en 1965 por sus efectos tóxicos en altas concentraciones No obstante en medicina veterinaria, se puede utilizar como fungistáticos y fungicida, con corticoesteroides o con cualquier otra sustancia que se desee ya que, el DMSO, disuelve sustancias hidrosolubles y liposolubles, con o sin carga eléctrica. La penetración del fármaco disuelto se facilita y no aumenta su toxicidad (Sumano H. y Ocampo L., 1997).


2.7.2.2 Farmacodinamia
Como antiinflamatorio, el DMSO secuestra los radicales libres de oxígeno. Algunos de los efectos antiinflamatorios podrían deberse a su capacidad inmunomoduladora. El fármaco inhibe la migración leucocitaria, la producción de anticuerpos y la proliferación de fibroblastos. Los efectos analgésicos del DMSO se han comparado con los de los analgésicos narcóticos. La analgesia se produce en una amplia variedad de situaciones, incluidas alteraciones musculoesqueléticas agudas y crónicas y dolor postoperatorio. Aunque in vitro se ha comprobado que produce bloqueo nervioso, es poco probable que se alcance una concentración suficiente para que esto suceda in vivo. Tampoco parecen participar los receptores opiáceos. Otros efectos farmacológicos incluyen inhibición o estimulación de enzimas, vasodilatación, la inhibición de la agregación plaquetaria, radioprotección, crioconservación y actividad antimicrobiana (antifúngica, antibacteriana y antiviral) (Adams, 2001).

2.7.2.3 Farmacocinética
Se absorbe virtualmente de cualquier sitio, excepto desde esmalte de los dientes y de las uñas. Se alcanzan valores significativos casi de inmediato, que se pueden detectar por un aliento característico; de una aplicación tópica se obtienen valores plasmáticos altos en 30 minutos. La excreción es principalmente renal y pulmonar. Existen varios metabolitos entre los que se destacan los conjugados con ácido sulfúrico, la dimetilsufona y la dimetilsulfida, los cuales se eliminan por vía pulmonar (Sumano H. y Ocampo L., 1997).

2.7.2.4 Toxicidad
Algunos informes han considerado que el DMSO es un compuesto teratógeno, aunque esto sólo se ha demostrado con dosis altas en animales de laboratorio. La dosis letal media para ratones por vía intravenosa es de 3.8-11gr/Kg. En perros, la dosis letal media es de aproximadamente 2.5gr/Kg (Sumano H. y Ocampo L., 1997).

2.7.3 Ácido salicílico
El ácido salicílico (o ácido 2-hidroxibenzóico) recibe su nombre de salix, denominación latina del sauce de cuya corteza fue aislado por primera vez. Se trata de un sólido incoloro que suele cristalizar en forma de agujas. Tiene una buena solubilidad en etanol y éter. Se trata de un ácido orgánico débil que tiene al mismo tiempo una función de ácido carboxílico y de fenol. Tiene características antiinflamatorias, pero debido a que provoca irritaciones gástricas no se aplica como tal, sino en forma de sus derivados, siendo los más conocidos el ácido acetilsalicílico ("Aspirina") y el salicilato de metilo (éster con alcohol metílico). Industrialmente se obtiene a partir de dióxido de carbono y fenolato sódico por sustitución electrofílica y posterior liberación del ácido de su sal, mediante la adición de un ácido fuerte (www.es.wikipedia.org, 2006).

Las propiedades medicinales del ácido salicílico (principalmente para el alivio de la fiebre) se han conocido desde 1763 (www.es.wikipedia.org, 2006).

El ácido salicílico tiene una actividad germicida y fungicida baja. Generalmente se usa con otros fármacos en muchas preparaciones tópicas antimicóticas por su acción queratolítica. Su mayor aplicación es en el tratamiento de las dermatomicosis crónicas superficiales. Este fármaco requiere de la presencia de agua para producir su efecto queratolítico. La aplicación repetida puede provocar irritación (Booth N. y McDonald L., 1987).

2.7.3.1 Mecanismo de acción
El ácido salicílico se emplea tópicamente como queratolítico, queratoplástico y antiseborreico, posee ciertos efectos ligeramente antibacterianos y antifúngicos (Adams, 2001).

Los queratolíticos actúan aflojando la estructura de la queratina, lo que facilita la descamación del estrato córneo, mientras que los queratoplásticos “normalizan” la queratinización retardando la proliferación celular basal al inhibir la síntesis del DNA. En este efecto también influyen otros mecanismos. Los antiseborreicos modulan la producción grasa de la piel (Adams, 2001).

El ácido salicílico destruye las células del estrato córneo al hidratarlas, hincharlas y ablandarlas, lo que acelera la descamación y solubiliza la capa lipídica intercelular, liberando y separando entre sí las células del estrato córneo. El ácido salicílico se emplea mucho en dermatología veterinaria para tratar muchas enfermedades queratoproliferativas, en concentraciones al 1.5-2.5% tiene un efecto queratoplástico y de 2.5-5% queratolítico (Adams, 2001).

2.7.4 Ototoxicidad de los fármacos.
La ototoxicidad se puede definir como el daño o el efecto destructivo inducido por sustancias sobre la estructura y la función del oído. Se han documentado daños producidos por ciertas sustancias administradas por vía parenteral sobre órganos efectores del nervio vestíbulo coclear (VIII par), ubicado en el oído interno, el que puede causar daño mínimo hasta pérdida completa de las funciones auditiva y vestibular. Estos efectos pueden ser transitorios o permanentes (Gotthelf, 2001).

Menos conocido es el potencial ototóxico de los agentes tópicos. Si bien se acepta que éstos son seguros en pacientes con membrana timpánica intacta, su ingreso al oído medio a través de una perforación del tímpano podría ser nocivo.

La infusión de soluciones antisépticas en el oído medio a través del oído perforado puede producir pérdida parcial o total de la función vestibular, coclear o ambas. Los antisépticos utilizados con mayor frecuencia comprenden: ácido acético, cloruro de benzalconio, cloruro de benzetonio, Clorhexidina, etanol, yodo y yodóforos (Gotthelf, 2001).

La clorhexidina tiene un elevado potencial ototóxico. En condiciones experimentales este agente fue ototóxico en ratas, cobayos y gatos. La clorhexidina exhibe disfunción coclear y vestibular inmediata tras su instalación en el oído medio (Gotthelf, 2001).

En el caso del DMSO existe poca documentación de ototóxidad, en general la literatura lo nombra dentro de los agentes con ototoxicidad leve (Gotthelf, 2001).

El ácido salicílico, usado comúnmente en las preparaciones óticas como astringente junto con el ácido láctico, ácido benzoico, silicato de aluminio, etc. No se ha establecido la seguridad de estos compuestos (Gotthelf, 2001).

Para llegar a producir ototoxicidad con estos productos es necesario que la membrana timpánica se encuentre perforada, ya que ejercerían su efecto toxico a nivel del oído medio y no el conducto auditivo externo donde se encuentra la otitis externa.











3.0 MATERIAL Y MÉTODO

3.1 Materiales

3.1.1 Material biológico

El estudio se realizó en pacientes atendidos en la Clínica Veterinaria Full Animal, los que presentaron cuadros de Otitis externa. Se estimó una muestra de 20 pacientes caninos sin distinción de sexo ni edad. El diagnóstico clínico se ejecutó por el Médico Veterinario de turno, por medio de otoscopia y diagnóstico microscópico, el cual se efectuó observando las muestras de citología (100X) con tórula de algodón extraídos del conducto auditivo externo.


3.1.2 Material no biológico

Para la obtención y procesamiento de las muestras se utilizaron los siguientes materiales:
· Aceite de inmersión.
· Cubre Objetos.
· Fichas de Registro.
· Guantes de procedimiento.
· Máquina fotográfica.
· Mechero.
· Microscopio.
· Otoscopio.
· Pinzas.
· Porta objetos.
· Secador.
· Sobre para muestras.
· Tinción Diff-Quick.
· Tórula fina de algodón (cotonito de algodón).

Protocolo para el tratamiento de otitis externa:
PROTOCOLO
A) DMSO 40%.
B) Clorhexidina 3%.
C) ácido salicílico 2%.
D) Gel Base 15gr.
















3.2 MÉTODO

Para el diagnóstico de los casos estudiados se utilizó el examen con otoscopio, la técnica de tórula fina de algodón y la tinción con Diff-Quick, con este último se buscó identificar Cocos, Bacilos y Malassezia Pachydermatis como agentes perpetuantes de otitis externa.

La otoscopia es un examen que consiste en mantener al animal en estación, el examinador debe efectuar una tracción suave del pabellón auricular en dirección ventral; en esta maniobra el conducto auditivo se endereza, porque el cartílago subyacente normal es blando y flexible (Gotthelf, 2001).

Esta técnica permitirá diferenciar los signos presentes en el conducto y por lo tanto el tipo de otitis, además servirá de método filtrador en el cual soló se seleccionarán los casos de otitis externa que no presenten rotura timpánica, para evitar la ototoxicidad que produciría el tratamiento.

Una vez realizado el diagnóstico clínico se procedió a la toma de muestras, la cual se realizó con una tórula de algodón estéril (técnica de tórula fina de algodón) , ésta consiste primero en realizar un aseo cuidadoso del conducto auditivo externo con suero fisiológico, para disminuir las posibilidades de arrastrar bacterias presentes normalmente en esa zona, luego se tracciona la tórula en sentido oblicuo, de atrás hacia adelante y de abajo hacia arriba hasta obtener las muestra de la pared del canal auditivo externo, en este procedimiento se recolecta descamación cutánea, a continuación se procedió a frotar la tórula sobre un portaobjetos, posteriormente se fijó la muestra por calor y se tiñó con Diff-Quick y se observó en el microscopio con lente de mayor aumento (100X), al cual se le aplicó aceite de inmersión para la identificación de los microorganismos. Estas muestra fueron observadas por el profesor guía de este trabajo, Sr. Claudio Simón Celis, Médico Veterinario. Esta observación fue efectuada en el microscopio óptico marca Nikon, perteneciente a la Clínica Veterinaria Full Animals.

Los 20 pacientes participantes de este estudio fueron evaluados según la siguiente tabla (tabla3.2.1).


Tabla 3.2.1 Clasificación de las lesiones según la cantidad de microorganismos (Larsson, 2006).

NUMERO DE COCOS
NUMERO DE BACILOS
NUMERO DE MALASSEZIA P.
CLASIFICACIÓN
DE LA LESIÓN
0-22
0-22
1-2
Normal
23-48
23-48
4-5
Leve
48-74
48-74
5-10
Grave
75 y más
75 y más
11 y más
Crítico

Luego, el alumno ingresó los datos del propietario y paciente en fichas de registros, en las que se describen los antecedentes del animal, la anamnesis, y el registro de lesiones las que fueron detalladas en la ficha clínica (anexo I).

Los exámenes fueron realizados en la Clínica Veterinaria Full Animals y las imágenes fotográficas de las muestras se obtuvieron directamente desde el microscopio de la clínica.

Se realizó una selección de los mejores casos citológicos, los cuales se fotografiaron desde el portaobjeto. La identificación del paciente y el desarrollo de los microorganismos durante el periodo de tiempo de este estudio serán registrados en una ficha clínica (3.2.2 fichas y tablas de registro) los días 1, 7, y 15 del tratamiento.

No se realizó ningún tipo de distinción en la frecuencia de tratamiento para el protocolo y fue aplicado cada 12 horas por un período de tiempo de 15 días.

El producto fue proporcionado por el laboratorio Dragpharma, y este fue proveído a los dueños de la mascota, a los cuales se les instruyó en la correcta manera de aplicación.

3.2.2 fichas y tablas de registro

1. Cuestionario canino:

Nombre del cliente:
Teléfono:
Fecha:
Nombre de la mascota:
Sexo:
Fecha nacimiento:
Especie:
Raza:
Edad:

Historia Clínica:………………………………………………………………………
Anamnesis:…………………………………………………………………………....
…………………………………………………………………………………………
Conformación del pabellón auricular:………………………………………………
Evaluación otoscópica:……………………………………………………………….
Descripción: unilateral ¨ bilateral ¨
2. Tabla de registro de signos y hallazgos clínicos macroscópicos
por paciente:

DIA
Tipo de Otitis
Evolución de la Otitis
Característica de la Otitis
1



7



15




3. Tabla de registros de hallazgos microscópicos por paciente:


DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1



7



15














4. Ficha Registro General de los casos:


NÚMERO
FICHA

NOMBRE DEL
PACIENTE

FECHA
INICIO
PROTOCOLO

FECHA
TERMINO
PROTOCOLO

DÍA
1
Evaluación
Microscópica

DÍA
7
Evaluación
Microscópica

DÍA
15
Evaluación
Microscópica

EVOLUCIÓN
1







2







3







4







5







6







7







8







9







10







11







12







13







14







15







16







17







18







19







20













NÚMERO
FICHA

NOMBRE DEL
PACIENTE

DÍA
1
Evaluación
Macroscópica

DÍA
7
Evaluación
Macroscópica

DÍA
15
Evaluación
Macroscópica

EVOLUCIÓN
1





2





3





4





5





6





7





8





9





10





11





12





13





14





15





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18





19





20













3.2.3 Técnica de tórula de algodón y examen citológico.

Esta técnica consiste en la obtención de muestras de secreciones del conducto auditivo externo por medio de una tórula de algodón o también conocido como cotonito de algodón. La tórula es insertada en el conducto auditivo externo con delicadeza para evitar introducir secreciones que se encuentran en la parte más externa del conducto hacia el interior y producir presión en el tímpano, además de aumentar la carga microbiana. La tórula debe girar en forma lenta para lograr la adhesión del cerumen que contendrá las bacterias, levaduras y parásitos que son de interés para el diagnóstico. De la muestra obtenida se prepara el examen citológico.

El primer paso para enfocar la enfermedad ótica es examinar un preparado citológico del exudado. La obtención de las muestras y la preparación del extendido son procedimientos simples que deben formar parte del diagnóstico de otitis.


3.2.4 Procedimiento.

La muestra se obtuvo utilizando una tórula de algodón, que se introduce al conducto auditivo externo y se aplica presión al pasarla por el epitelio.
El material recolectado en la tórula se extiende en un portaobjeto limpio indicando el nombre del paciente, a qué oído corresponde la muestra y la fecha de la recolección. A continuación, la muestra se fija con calor y se colorea con el colorante Diff-Quick. Luego del secado se coloca una gota de aceite de inmersión y se observa al microscopio, para así poder identificar los posibles microorganismos que se encuentran en el conducto auditivo.
Una vez identificados los microbios patógenos, fuente de este estudio (cocos, bacilos y Malassezia), se procede al conteo de los agentes, antes mencionados, por campo. Se obtiene una cantidad de cada oído (derecho e izquierdo) y posteriormente se realiza la obtención de medias por animal las cuales son introducidas en la tabla de hallazgos microscópicos por paciente.


3.2.4.1 Coloración.

El usar una coloración Diff-Quick es mucho más rápida y fácil que una coloración de Gram y suficiente para evaluar casi todas las muestras de citología ótica (www.afvac.com, 2006).

Diff-Quick Stain Kit Procedimiento:

Es una tinción rápida donde participan tres reactivos: Metanol 985 como fijador, Buffer Eosina y Fosfato buffer de azul de metileno, la cual aplicada sobre el portaobjeto, permite una tinción adecuada de levaduras y bacterias, tanto cocos como bacilos (www.afvac.com, 2004).


Para la formulación de este colorante hay que realizar un preparado especial para cada tinción:
Metanol:
98%
Eosina:
Eosina
0,3 gr
Ácido acético glacial
0,25ml
Agua destilada
100 ml.
Azul de metileno:
Azul de metileno
1 gr.
Agua destilada
100 ml.

3.2.5 Metodología estadística.
El estudio se realizará en la unidad experimental animal que corresponde a caninos con otitis externa, que no presentan perforación o rotura de la membrana timpánica, donde se utilizará el protocolo de tratamiento en 20 repeticiones.
El n de este estudio es de 20.
Se realizarán regresiones lineales simples, para ver tasas de disminución de bacterias y levaduras con el tratamiento.
Se realizarán pruebas de comparación de medias a los días 1, 7 y 15, para ver diferencias en el número de bacterias y hongos en el tratamiento. Se optará por el apoyo de tablas y gráficos para ilustrar las diferencias.


4.0 PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE LOS CASOS
4.1 Resultados
4.1.1 Efecto del tratamiento de DMSO, Ácido salicílico y Clorhexidina en gel base en la disminución de los microorganismos.
A continuación se analiza el efecto del protocolo DMSO 40%, Ácido salicílico 2%, Clorhexidina 3% en gel base 15gr.

Se tomaron el total de pacientes (20) y se obtuvieron medias de la cantidad de Cocos, Bacilos y Malassezia pachydermatis para cada toma de muestra.

Sobre el número de cocos promedio por campo (figura 4.1.1.1), sus medias demuestran la disminución de microorganismos clasificados según la tabla de Larsson (2006) (Tabla 3.2.1), inicialmente, como críticos. Durante el tratamiento se presenta un porcentaje de disminución de un 41.11% para la primera semana de tratamiento y de un 65.42% para la segunda semana de tratamiento.

Figura 4.1.1 Disminución promedio de Cocos en los días de control 1, 7 y 15.
En cuanto al efecto en la disminución promedio de Bacilos en los controles de tratamiento (figura 4.1.2), se presentó con similares características que la anterior, aunque el número promedio de Cocos encontrados en la toma de muestra del día 1 exhibió un número mayor de Bacilos. Los porcentajes de disminución de la primera y segunda semana fueron de 14.65% y 47.3% respectivamente.
Figura 4.1.2 Disminución promedio de Bacilos en los días de control 1, 7 y 15.
En el caso de la disminución promedio de Malassezia Pachydermatis (figura 4.1.3) se repite la tendencia a la depreciación de esta levadura. Esta presenta un porcentaje de disminución de 26.55% para la primera semana de tratamiento y un 50.2% para la segunda semana de tratamiento.

Figura 4.1.3 Disminución promedio de Malassezia P. en los días control 1, 7 y 15.



4.1.4 Análisis de la varianza de la regresión lineal


Los dos objetivos fundamentales de este análisis serán, por un lado, determinar si las variables tiempo y disminución de microorganismos están asociadas, además de determinar en que sentido se da dicha asociación (es decir, si los valores de una de las variables tienden a aumentar –o disminuir- al aumentar los valores de la otra); y por otro, estudiar si los valores de una variable pueden ser utilizados para predecir el valor de la otra (www.fisterra.com, 2000).



Hipótesis:
Ho: b = 0

Ha: B ≠ 0

Se rechaza Ho si p< 0.05.

Esto quiere decir que con Ho el número de microorganismos se mantiene en el tiempo con el tratamiento, mientras que con Ha el número de microorganismo varía en el tiempo con el tratamiento.

Formula de la regresión lineal:
y = bx + a



En el análisis de varianza de la regresión lineal del promedio de Cocos por día (figura 4.1.4.1) existe una relación inversa entre el número promedio de Cocos y el tiempo, dado por este análisis.
Figura 4.1.4.1 Regresión lineal del promedio de Cocos.

R es el ajuste del modelo, que nos entrega un 95% de confianza de los datos. La tasa de disminución en el número de Cocos durante el periodo de tratamiento es de 1.8, la probabilidad según el análisis de la varianza (anexo II) es de 0.0166 y por lo tanto, se rachaza Ho (p<0.05), es decir, el número promedio de Cocos es inversamente proporcional al número de días de tratamiento.

En cuanto al análisis de varianza de la regresión lineal del promedio de Bacilos por día (figura 4.1.4.2) se presenta un R de 98%, con una tasa de disminución de 2.14 y una probabilidad de 0.0336 (anexo II), por lo que se rechaza Ho (p<0.05), o sea la disminución de bacilos es inversamente proporcional al número de días de tratamiento.



Figura 4.1.4.2 Regresión lineal del promedio de Bacilos.

A lo referido al análisis de varianza de la regresión lineal del promedio de Malassezia Pachydermatis por día (figura 4.1.4.3), se presenta un R de 99% de seguridad de los datos, con una tasa de disminución diaria de 2.44, con una probabilidad de un 0.0239 (anexo II), por ende, se rechaza Ho (p<0.05), por lo consiguiente, la disminución de Malassezia pachydermatis es inversamente proporcional al número de días de tratamiento.



Figura 4.1.4.3 regresión lineal para Malassezia Pachydermatis.



Se demostró la efectividad en la reducción de los microorganismos con el protocolo de Ácido salicílico, DMSO y Clorhexidina para los promedios de Cocos, Bacilos y Malassezia Pachydermatis, aceptando la hipótesis Ha (p<0.05), produciéndose una depreciación mayor al aumentar los días de tratamiento dado por la recta. En lo que se refiere al éxito del tratamiento, un 80% de los casos presentaron una evolución favorable y un 20% una desfavorable, este último porcentaje se encuentra representado por 4 pacientes Sammy, Sasha, Tonka y Tomás con número de ficha 6, 8, 16 y18 respectivamente, de estos se obtendrán medias para su análisis de varianza de regresión lineal para cada agente estudiado (anexo I).

Para el análisis estadístico de Cocos se evidenció un aumento en el número de éste con una tasa de crecimiento diario de 0.5253 con un 70.2% de confianza.


Figura 4.1.4.4 Disminución de cocos en pacientes con evolución desfavorable.


En cuanto al análisis de Bacilos, estos se presentaron con una tasa de disminución de un 1.21 microorganismos por día con 99% de confianza, a diferencia del anterior que presenta una tasa de crecimiento.

Figura 4.1.4.5 Disminución de Bacilos en pacientes con evolución desfavorable.
Con respecto a Malassezia Pachydermatis, se observó una tasa de disminución de 1.9 con una seguridad dada por R de un 99%.
.

Figura 4.1.4.6 Disminución de Malassezia Pachydermatis en pacientes con evolución desfavorables.





















4.2 Discusión



Con la utilización del protocolo Ácido salicílico, DMSO y Clorhexidina contra la otitis externa producida por microorganismo, se logró una reducción de los signos y síntomas característicos de esta enfermedad en un 80% de los casos estudiados, tales como inflamación, eritema, prurito, secreción supurativa, liquenificación y descamación entre otros.

En cuanto a la evolución microscópica se observaron bajas tasas de disminución en algunos individuos, según Gotthelf (2001), esto puede deberse a una inadecuada limpieza del conducto auditivo externo lo que evitaría el contacto de los fármacos con el epitelio dañado y, de esta forma, limitando su acción. En otro caso, una incorrecta toma de muestra por medio de la técnica de la tórula de algodón con contaminación del pabellón auricular en donde se encuentra una mayor cantidad de microorganismos, los cuales son arrastrados al conducto horizontal produciendo un error en el conteo de los agentes presentes en él.



El análisis estadístico demostró tasas de disminución de microorganismos adecuadas que se confirman con la evolución macroscópica. Si bien esta tasa no es del todo rápida, se podría compensar con un tratamiento de más de 15 días, ya que estadísticamente los agentes estudiados tienden a disminuir al aumentar los días de tratamiento.

Es primordial mencionar que el tratamiento fue realizado por los dueños en sus casas, con instrucciones del médico veterinario, por lo cual existe un factor que escapa al control, donde se puede presentar descuidos tales como interrupción o discontinuidad del tratamiento y limpieza inadecuada del conducto.

En referencia a los fármacos Adams (2001), describió los efectos del DMSO como antiinflamatorios y con cierta analgesia (hasta una concentración del 90%), lo que se comprobó en este estudio, con la depreciación de la inflamación y cese del prurito de los pacientes estudiados. El efecto fungicida del DMSO descrito por Sumano H. y Ocampo L. (1997) y asociado a Ácido salicílico al cual Booth N. y McDonald L. (1987) le atribuyen efecto fungicida bajo, podría verse aumentado por el efecto penetrante del DMSO en el epitelio, junto con el efecto queratolítico del Ácido salicílico en la concentración utilizada, lo que se traduce en una disminución de la levadura estudiada.

La Clorhexidina incluida en el protocolo por su efecto bactericida a concentraciones de 3-5% (Adams, 2001), manifestó ser efectiva en la mayoría de los casos, pero con una baja tasa de reducción bacteriana, lo cual se vería beneficiado por la prolongación del tiempo del tratamiento.

En cuanto a la etiología de los casos observados, se puede decir que en la mayoría de los pacientes se encontró una inflamación del conducto auditivo; en cuanto a la conformación del pabellón auricular, 55% fueron mestizos (11) y de estos el 81.8% (9) presentaron orejas semipendulosas, respondiendo al factor predisponerte. En cuanto a otras razas 3 correspondieron a la raza Poodle, 2 Cocker, 2 Pitbull, 1 Pastor Suizo y 1 Yorkshire mediano.



5.0 Conclusión


De acuerdo con los resultados obtenidos, el protocolo Ácido salicílico, DMSO y clorhexidina demostró ser efectivo para el tratamiento de otitis externa en caninos sin perforación de tímpano, con etiología bacteriana y fúngica en un 80% de los casos estudiados a la evaluación macroscópica.

Todos los pacientes seleccionados presentaron otitis externa de evaluación crítica al someterse al tratamiento, a la primera semana de tratamiento demostraron una disminución de microorganismos de un 9.8% y a la segunda semana un 42.6% en promedio.

Se demostró por medio estadístico que la disminución de microorganismos es inversamente proporcional al número de días de tratamiento, es decir, a medida que el tratamiento pasa las dos semanas se presenta una disminución mayor de los agentes patógenos tratados.



Es importante destacar lo primordial que es el diagnóstico de tímpano perforado para el uso del tratamiento por el potencial ototóxico que presentan algunos componentes del protocolo.


Para el correcto uso del tratamiento, es necesario una adecuada limpieza del conducto auditivo externo, para que de este modo se elimine el exceso de cerumen presente en él y así permitir el contacto de los fármacos con el epitelio dañado.

Es necesario el compromiso de los dueños para el éxito del tratatamiento, al ser este efectuado fuera de la supervisión del médico veterinario tratante.

Se hace indispensable el uso de otoscopio para el diagnóstico de otitis, cualquiera sea su causa y ubicación.


El método empleado para la toma de muestra es esencial para una correcta valoración de los organismos presentes en el conducto auditivo y para una adecuada elección del tratamiento.

Para la obtención satisfactoria de resultados con la utilización de este protocolo, se sugiere un tiempo mínimo de tratamiento de 15 días, en el caso de obtener resultados medios al finalizar el protocolo, los cálculos obtenidos por medio de regresión lineal indican que a la 3ª semana de tratamiento (22 días) los resultados tienden a cero.









6.0 Bibliografía

Ø ADAMS, R. 1995 Veterinary Pharmacology and Therapeutics 7ª edicion,. 321, 835-837,1624 p.

Ø ADAMS, R. 2001 Farmacología y terapéutica veterinaria 2ª edición (8ª edición inglesa) editorial Acribia, S.A. Zaragoza España. 476, 477, 838, 842, 1172,1175, 1177, 1179 p.

Ø BONAGURA, J.D. 2001 (Ed) Kirk: Terapéutica veterinaria de pequeños animales. XIII edición. Madrid. Interamericana McGraw-Hill. 600-630 p.

Ø BOND, R.; FERGUSON, E.; CURTIS, C.; CRAIG, J. Y LLOYD, D. 1996: Factors associated with elevated cutaneous Malassezia pachydermatis populations in dogs with pruritic skin disease. Journal of Small Animal Practice 37:103-107 p.

Ø BOOTH, N y MCDONALD, L. 1968. Farmacología y Terapéutica Veterinaria Volumen I Editorial Acribia, S.A. Zaragoza España.230p.

Ø BOOTH, N. y MCDONALD, L. 1987. Farmacología y Terapéutica Veterinaria, volumen II, Editorial Acribia S.A. 6, 96 p.

Ø FOSSUM, T. 2004. Cirugía en pequeños animales. Argentina, Editorial Intermédica. 1492p.

Ø IHRKE, P. 2002. VMD Malassezia Dermatitis. WSAVA South American –School of Veterinary Medicine University of California Davis, California, U.S.A.

Ø GOODMAN y GILMAN, 1991.Las bases farmacológicas de la terapéutica, 8ª edición. 1132, 1133-1136, 11633 p.

Ø GOTTHELF, L. 2001. Enfermedades del oído en animales de compañía, Editorial Intermédica, 1-79 p.

Ø HARVEY, R. y McKEEVER, P. 2001 Enfermedades de la piel en perro y gato. Grass Ediciones. 193-200 p.

Ø MASON, K. y EVANS, A. 1991: Dermatitis associated with Malassezia pachydermatis in 11 dogs. J Amer Anim Hosp Assoc 27:13-20 p.

Ø MASON, K. y STEWART, L. 1993: Malassezia and canine dermatitis in Ihrke PJ, Mason IS, White SD (eds). Advances in Veterinary Dermatology, Volume 2, Pergamon Press, Oxford, , 399-402 p.

Ø MORRIS, D. OLIVIER y N. ROSSER, E. 1998. Type-1 hypersensitivity reactions to Malassezia pachydermatis extracts in atopic dogs. American Journal Veterinary Research 59:7: 836-841 p.

Ø MULLER, G.; KIRK´S, R. y SCOTT, D. 1997.Dermatología en pequeños animales, 5ª edición, Buenos Aires, editorial Intermédica, 232, 351-352, 1094-1112 p.

Ø POPESKO, P. 1998. Atlas de anatomía topográfica de los animales domésticos. Editorial Masson, SA 2ª edición. 3ª volumen. 158-163 p.

Ø SUMANO, H. y OCAMPO, L. 1997. Farmacología veterinaria. 2ª edición. México. Interamericana McGraw-Hill.641, 455-458 p.

Ø AULAVIRTUAL.USAL.2002. Anatomía funcional de las procarióticas y eucarióticas. http://aulavirtual.usal.es/aulavirtual/demos/microbiologia/unidades/documen/uni_02/57/caphtm/cap0404.htm
05/11/2006

Ø CARTOLLI DIDIER-NAIL.2006. Piodermatitis. www.afvac.com/NET/img/upload/350_Squame-Sept06.pdf
10/06/2006
Ø CARLOTTI. DIDIER-NOËL 2001.Dermatitis por Malassezia en el perro http://www.vetlatranquera.com.ar/pages/wsava2001/Derm01.htm 16/10/2006

Ø CLINICA UNIVERSITARIA UNIVERSIDAD NAVARRA.2002. Ciprofloxacino
http://www.viatusalud.com/Documento.asp?id=2006#1
09/07/2006

Ø CLÍNICA UNIVERSITARIA UNIVERSIDAD NAVARRA.2002.Ketoconazol
http://www.viatusalud.com/Documento.asp?id=336#1
22/07/2006

Ø ELIZABETH RENDIC O, CRISTINA DÍAZ J, FÉLIX FICH S.2003. Caracterización de especies del género Malassezia en pacientes con dermitis seborreica y en controles.
http://www.scielo.cl/scielo.php?pid=S003498872003001100010&script=sci_arttext&tlng=en
18/10/2006

Ø LOUIS N. GOTTHELF, DVM AND STEVEN E. YOUNG, DVM.1997. New Treatment of Malassezia Otitis Externa In Dogs
http://www.dermapet.com/articles.html
08/11/2006


Ø MARITZA PRADO BONILLA.2001.Clorhexidina
http://www.encolombia.com/odontologia/odontonet/monografia-clorhexidina3.htm
07/08/2006

Ø MEDLINE PLUS.2004.Membrana timpanica
http://www.nlm.nih.gov/medlineplus/spanish/ency/esp_imagepages/8993.htm
01/12/2006

Ø RIIE.COM.2006. Oído, función
http://www.riie.com.es/=S0034988720/030011/00010= Documento/
22/07/2006

Ø ROSCIANI A.S., MERLO W.A, MACCIO O.A Y FERNANDEZ J.2000.Diagnóstico citológico de lesiones de piel en Medicina Veterinaria
http://www.seleccionesveterinarias.com
07/08/2006

Ø PÉRTEGA DÍAZ, S. 2000. Técnicas de regresión: Regresión Lineal Simple
http://www.fisterra.com/mbe/investiga/regre_lineal_simple/regre_lineal_simple.htm
06/12/2006
Ø VALERIO.BIO.2006. Reino Monera http://www.valerio.bio.br/monera.htm#m0 22/11/2006

Ø WIKIPEDIA.ORG.2006.Ácido salicílico http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido_salic%C3%ADlico 10/06/2006

Ø WIKIPEDIA.ORG.2006. Cerumen.
http://es.wikipedia.org/wiki/Cerumen
14/11/2006


Ø WIKIPEDIA.ORG.2006. Dermatología, capas de la piel
http://es.wikipedia.org/wiki/Dermatologia
22/07/2006


Ø WIKIPEDIA.ORG.2006 Dimetil sulfóxido
http://es.wikipedia.org/wiki/Dimetil_sulf%C3%B3xido
10/06/2006
Ø IMÁGENES.

o Esquema 2.1.1 Esquema de la estructura general de la dermis
http://www.filipino-directory.com/framesets/hair/images/dermis.gif

o Esquema 2.1.2 Estructura del conducto auditivo.
Gotthelf, l. 2001. Enfermedades del oído en animales de compañía, Editorial Intermédica, 7 p.

o Fotografía 2.4.2 Otitis externa producida por Malassezia Pachydermatis
http://www3.unileon.es/personal/wwdmvjrl/dermatopatias/malassezia_1.jpg

o Figura 2.5.1 Esquema de tipos de cocos según su disposición http://www.valerio.bio.br/monera.htm#m0

o Figura 2.6.1 Esquema de tipos de Bacilos según su disposición
http://www.valerio.bio.br/monera.htm#m0


























ANEXO I

1.0 Ficha de registro general de los casos:

Nº DE FICHA

NOMBRE DEL
PACIENTE

FECHA
INICIO
PROTOCOLO

FECHA
TERMINO
PROTOCOLO

DÍA
1
Evaluación
Microscópica

DÍA
7
Evaluación
Microscópica

DÍA
15
Evaluación
Microscópica

EVOLUCIÓN
1
PERLA
19/08/06
03/09/06
GRAVE
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
2
LADY
25/08/06
09/09/06
LEVE
GRAVE
NORMAL
FAVORABLE
3
BELLA
29/08/06
13/09/06
LEVE
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
4
PELUSA
31/08/06
15/09/06
LEVE
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
5
CHACO
02/09/06
17/09/06
CRÍTICA
GRAVE
LEVE
FAVORABLE
6
SAMMY
08/09/06
23/09/06
CRÍTICA
CRÍTICA
CRÍTICA
DESFAVORABLE
7
PRICESA
15/09/06
30/09/06
CRÍTICA
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
8
SASHA
15/09/06
30/09/06
GRAVE
GRAVE
LEVE
DESFAVORABLE
9
DINAMITA
17/09/06
02/10/06
CRÍTICA
GRAVE
LEVE
FAVORABLE
10
TOR
22/09/06
07/10/06
GRAVE
GRAVE
NORMAL
FAVORABLE
11
TOMÁS
02/10/06
17/10/06
GRAVE
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
12
SASHA
06/10/06
21/10/06
LEVE
NORMAL
NORMAL
FAVORABLE
13
BOBA
12/10/06
27/10/06
GRAVE
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
14
BOBY
16/10/06
31/10/06
LEVE
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
15
JACK
17/10/06
01/11/06
GRAVE
GRAVE
NORMAL
FAVORABLE
16
TONKA
20/10/06
04/11/06
CRÍTICA
CRÍTICA
NORMAL
DESFAVORABLE
17
TOMÁS
25/10/06
09/11/06
GRAVE
LEVE
NORMAL
FAVORABLE
18
TOMÁS
06/11/06
21/11/06
CRÍTICA
CRÍTICA
CRÍTICA
DESFAVORABLE
19
RUFFO
10/11/06
25/11/06
CRÍTICA
CRÍTICA
LEVE
FAVORABLE
20
FANTASMA
11/11/06
26/11/06
GRAVE
GRAVE
NORMAL
FAVORABLE


NÚMERO
FICHA

NOMBRE DEL
PACIENTE

DÍA
1
Evaluación
Macroscópica

DÍA
7
Evaluación
Macroscópica

DÍA
15
Evaluación
Macroscópica

EVOLUCIÓN
1
PERLA
OTITIS SUPURATIVA, CON ERITEMA Y INFLAMACIÓN
NP PRESENTA SECRECIONES NI INFLAMACIÓN
NORMAL
FAVORABLE
2
LADY
OTITIS SUPURATIVA
OIDO SECO
NORMAL
FAVORABLE
3
BELLA
INFLAMACIÓN Y ERITEMA
INFLAMACIÓN LEVE
NORMAL
FAVORABLE
4
PELUSA
OTITIS SUPURATIVA CON MAL OLOR
DISMINUCION DEL ERITEMA. NO PRESENTA MAL OLOR
NORMAL
FAVORABLE
5
CHACO
LIQUINIFICACIÓN Y MAL OLOR
LIQUENIFICACIÓN EN MENOR GRADO
NORMAL
FAVORABLE
6
SAMMY
INFLAMACIÓN Y DESCAMASION
INFLAMACION
EROSIÓN LEVE Y LIQUENIFICACIÓN
DESFAVORABLE
7
PRICESA
EDEMA SUBCUTANEO, INFLAMACIÓN Y DERMATITIS HUMEDA
DIMINUCIÓN DE LA DERMATITIS Y DE LA INFLAMACIÓN
NO PRESENTA LESIÓN, NORMAL
FAVORABLE
8
SASHA
INFLAMACIÓN Y DESCAMACIÓN
INFLAMACIÓN Y LIQUENIFICACIÓN
INFLAMACIÓN Y LIQUENIFICACIÓN
DESFAVORABLE
9
DINAMITA
OTITIS SUPURATIVA CON DESCAMACIÓN
LEVE SECRECIÓN
NORMAL
FAVORABLE
10
TOR
OTITIS SUPURATIVA CON ERITEMA
DISMINUCIÓN DE SECRECIONES Y DEL ERITEMA
NORMAL
FAVORABLE
11
TOMÁS
ERITEMA
CONGESTIVO
NORMAL
FAVORABLE
12
SASHA
OTITIS SUPURATIVA
DISMINUCIÓN DE SECRECIONES
NORMAL
FAVORABLE
13
BOBA
OTITIS SUPURATIVA
DISMINUCIÓN DE SECRECIONES
NORMAL
FAVORABLE
14
BOBY
EDEMA, INFLAMACIÓN Y ERITEMA
SECRECIÓN CON MAL OLOR
NORMAL
FAVORABLE
15
JACK
INFLAMACIÓN CONGESTIVA
DISMINUCIÓN DE LA INFLAMACIÓN
NORMAL
FAVORABLE
16
TONKA
ERITEMA CON MAL OLOR
DISMINUCION DEL ERITEMA, MAL OLOR
ERITEMA Y MAL OLOR
DESFAVORABLE
17
TOMÁS
LEVE ESTENOSIS, INFLAMACIÓN EXCESO DE CERUMEN
DISMINUCIÓN DE LA INFLAMACIÓN Y DEL CERUMEN
NORMAL
FAVORABLE
18
TOMÁS
OTOTIS CON SECRECIÓN PURULENTA Y ERITEMA
DISMINUCIÓN DE SECRECIONES Y DEL ERITEMA
ERITEMA, DISMINUCIÓN DE SECRESIONES
DESFAVORABLE
19
RUFFO
INFLAMACIÓN Y ERITEMA
DISMINUCIÓN DE LA INFLAMACIÓN Y DEL ERITEMA
NORMAL
FAVORABLE
20
FANTASMA
EXCESO DE CERUMEN CON MAL OLOR Y ERITEMA
ERITEMA
NORMAL
FAVORABLE








2.0 Tabla de registros de hallazgos microscópicos por paciente:

Paciente: Perla
Nº de ficha: 1
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
60
80
15
7
50
70
10
15
30
20
2

Paciente: Lady
Nº de ficha: 2
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
25
36
8
7
42
35
4
15
18
15
2


Paciente: Bella
Nº de ficha: 3
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
40
20
8
7
30
25
4
15
10
6
1




Paciente: Pelusa
Nº de ficha: 4
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
40
48
20
7
30
25
4
15
5
10
2

Paciente: Chaco
Nº de ficha: 5
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
80
90
100
7
70
70
40
15
45
50
20


Paciente: Sammy
Nº de ficha: 6
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
150
120
100
7
155
90
110
15
120
80
90






Paciente: Princesa
Nº de ficha: 7
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
100
90
40
7
30
40
20
15
10
15
4


Paciente: Sasha
Nº de ficha: 8
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
62
45
52
7
42
42
40
15
42
38
30


Paciente: Dinamita
Nº de ficha: 9
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
80
90
6
7
70
30
2
15
40
20
2





Paciente: Tor
Nº de ficha: 10
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
40
100
20
7
20
50
10
15
10
20
2


Paciente: Tomás
Nº de ficha: 11
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
70
38
18
7
60
30
10
15
10
15
5


Paciente: Sasha
Nº de ficha: 12
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
30
25
2
7
20
10
1
15
10
8
0





Paciente: Boba
Nº de ficha: 13
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
82
50
2
7
60
40
0
15
20
25
0


Paciente: Boby
Nº de ficha: 14
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
35
28
55
7
30
20
42
15
18
15
22


Paciente: Jack
Nº de ficha: 15
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
30
80
10
7
15
60
5
15
5
30
0





Paciente: Tonka
Nº de ficha: 16
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
120
220
60
7
150
260
20
15
140
220
10


Paciente: Tomás
Nº de ficha: 17
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
0
0
40
7
2
1
10
15
0
0
4


Paciente: Tomás
Nº de ficha: 18
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
100
90
10
7
95
60
5
15
96
70
0





Paciente: Ruffo
Nº de ficha: 19
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
42
45
192
7
26
28
100
15
10
15
70


Paciente: Fantasma
Nº de ficha: 20
DIA
Nº de Cocos
Nº de Bacilos
Nº de Malassezia pachydermatis
1
70
80
40
7
55
44
26
15
23
13
10

ANEXO II

Model: MODEL1
Dependent Variable: COCOS

Analysis of Variance

Sum of Mean
Source DF Squares Square F Value Prob>F

Model 1 9081.64414 9081.64414 6.088 0.0166
Error 58 86518.68919 1491.70154
C Total 59 95600.33333

Root MSE 38.62255 R-square 0.0950
Dep Mean 49.83333 Adj R-sq 0.0794
C.V. 77.50345

Parameter Estimates

Parameter Standard T for H0:
Variable DF Estimate Error Parameter=0 Prob > T

INTERCEP 1 66.280405 8.32427583 7.962 0.0001
DIAS 1 -2.145270 0.86944225 -2.467 0.0166

Dependent Variable: BACILOS

Analysis of Variance

Sum of Mean
Source DF Squares Square F Value Prob>F

Model 1 11756.89752 11756.89752 4.739 0.0336
Error 58 143887.43581 2480.81786
C Total 59 155644.33333

Root MSE 49.80781 R-square 0.0755
Dep Mean 51.16667 Adj R-sq 0.0596
C.V. 97.34425

Parameter Estimates

Parameter Standard T for H0:
Variable DF Estimate Error Parameter=0 Prob > T

INTERCEP 1 69.880068 10.73502187 6.510 0.0001
DIAS 1 -2.440878 1.12123647 -2.177 0.0336


Dependent Variable: MALASSE

Analysis of Variance

Sum of Mean
Source DF Squares Square F Value Prob>F

Model 1 6579.73536 6579.73536 5.378 0.0239
Error 58 70956.84797 1223.39393
C Total 59 77536.58333

Root MSE 34.97705 R-square 0.0849
Dep Mean 25.58333 Adj R-sq 0.0691
C.V. 136.71811

Parameter Estimates

Parameter Standard T for H0:
Variable DF Estimate Error Parameter=0 Prob > T

INTERCEP 1 39.582770 7.53856449 5.251 0.0001
DIAS 1 -1.826014 0.78737738 -2.319 0.0239









--------------------------------------------- DIAS=1 -------------------------------------------


Variable N Mean Std Dev Minimum Maximum
--------------------------------------------------------------------
COCOS 20 62.8000000 36.2775848 0 150.0000000
BACILOS 20 68.7500000 47.7227464 0 220.0000000
MALASSE 20 39.9000000 46.3815980 2.0000000 192.0000000
--------------------------------------------------------------------

--------------------------------------------- DIAS=7 -------------------------------------------


Variable N Mean Std Dev Minimum Maximum
--------------------------------------------------------------------
COCOS 20 53.6000000 40.7358629 2.0000000 155.0000000
BACILOS 20 50.5000000 54.3163250 1.0000000 260.0000000
MALASSE 20 23.0500000 31.1236498 0 110.0000000
--------------------------------------------------------------------

-------------------------------------------- DIAS=15 -------------------------------------------


Variable N Mean Std Dev Minimum Maximum
--------------------------------------------------------------------
COCOS 20 33.1000000 39.6164506 0 140.0000000
BACILOS 20 34.2500000 48.3418474 0 220.0000000
MALASSE 20 13.8000000 24.3366736 0 90.0000000
--------------------------------------------------------------------













ANEXO III
1.0 FOTOGRAFÍAS

Paciente: Sasha
Nº de ficha: 12
Control al día 1
Paciente: Sasha
Nº de ficha: 12
Control al día 7


Paciente: Sasha
Nº de ficha: 12
Control al día 15

Paciente: Pelusa
Nº de ficha: 4
Control día 1

Paciente: Pelusa
Nº de ficha: 4
Control día 15

Paciente: Ruffo
Nº de ficha: 19
Control día 1


Paciente: Tomás
Nº de ficha: 11
Control día 15

Paciente: Bella
Nº de ficha: 3
Control día 15